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Contrôle microbiologique

Qu’est-ce qui va changer avec la nouvelle Directive européenne Eau Potable ?

L’arrêté du 11 janvier 2007 dépendant de la directive 98/83/CE du 3 novembre 1998 définit la qualité de l’eau utilisée pour la production d’eau destinée à la consommation humaine. La Commission européenne a proposé une évolution de la directive sur l’eau potable qui devrait entrer en vigueur fin 2020.

La proposition de révision apporte des modifications sur la nature des paramètres à contrôler et sur leurs valeurs limites. Cet article traite uniquement des paramètres microbiologiques. La nouvelle directive amène également un changement complet de paradigme avec l’introduction des PGSSE (Plans de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau).

Paramètres microbiologiques

Les paramètres donnés représentent les minimas imposés par la nouvelle Directive Européenne. Les Etats Membres sont alors libres d’ajouter des paramètres ou des limites de qualité plus stringentes.

Références et limites de qualité avant et après la sortie de la nouvelle directive Européenne 98/83 EC

PARAMÈTRESSeuil limite

Avant

Seuil limite

Après

Remarques
Escherichia coli (E. coli)0 UFC/100 ml0 UFC/100 mlLimite de qualité
Entérocoques0 UFC/100 ml0 UFC/100 mlLimite de qualité
Bactéries coliformes0 UFC/100 ml0 UFC/100 mlRéférence de qualité
Bactéries sulfito réductrices y compris les spores0 UFC/100 mlXRéférence de qualité
Clostridium perfringensX0 UFC/100 mlUniquement si l’analyse des risques le préconise.
Germes aérobies revivifiables à 22°CVariation dans un rapport de 10 par rapport à la valeur habituelle.Pas de changement significatif.Référence de qualité
Germes aérobies revivifiables à 37°C.Variation dans un rapport de 10 par rapport à la valeur habituelle.XRéférence de qualité
Coliphages somatiquesX< 50 PFU/100 mlRéférence de qualité

Dans la ressource. Si dépassement, contrôle de l’eau en sortie de traitement.

LegionellaX< 1000 UFC/LRéférence de qualité

Seulement dans les réseaux de distribution intérieurs.

 

Paramètres fondamentaux

E. coli et les entérocoques sont considérés comme des paramètres fondamentaux et doivent obligatoirement être contrôlés a minima aux fréquences définies par l’annexe II.B. La fréquence de contrôle dépend essentiellement du volume de production d’eau potable.

Bactéries coliformes 

Les bactéries coliformes sont présentes naturellement dans les sols, la végétation et l’intestin des mammifères. Généralement non pathogènes, ces bactéries sont des indicateurs de contamination fécale. Il n’y a pas de changement sur ce paramètre.

Bactéries sulfito-réductrices et Clostridium perfringens

La recherche de bactéries sulfito-réductrices au sens large est remplacée par la recherche de Clostridium perfringens. Cette bactérie, naturellement présente dans les fèces, est beaucoup plus résistante qu’E. coli. En effet, dans sa forme sporulée, elle survit plus longtemps que les coliformes et peut résister à l’action des agents biocides. Une présence de Clostridium perfringens montre notamment un dysfonctionnement du système de filtration.

Germes totaux à 22°C et 37°C

La référence de qualité concernant le dénombrement des germes aérobies revivifiables à 37°C a été supprimée de la directive. Seule est maintenue la numération des germes totaux à 22°C à 72h. Un regard plus critique de l’évaluation de ce paramètre est demandé car il s’agira maintenant de regarder s’il n’y a pas de changement anormal de ce paramètre au cours du temps.

Coliphages somatiques

La proposition de révision introduit le suivi des coliphages somatiques comme marqueur de contamination fécale. Jusqu’à présent, aucun paramètre virologique n’était présent. Un rapport de l’ANSES, publié en 2018, décrit notamment les coliphages somatiques comme un excellent indicateur pour évaluer l’efficacité d’un traitement contre les virus. Les coliphages somatiques sont des bactériophages capables d’infecter certaines souches-hôtes d’Escherichia coli, bactérie la plus présente dans la flore intestinale des mammifères.

Son contrôle représente une avancée sanitaire importante pour une distribution et une consommation d’eau de bonne qualité. En effet, l’eau peut être contaminée par des virus entériques humains alors que les indicateurs bactériens actuels sont négatifs. Par ailleurs, il a été démontré que ces virus sont moins sensibles aux traitements de potabilisation.

La recherche des coliphages somatiques sera obligatoire au niveau de la ressource avec une limite fixée à 50 PFU/100 ml. Si cette valeur seuil est dépassée, un contrôle devra être effectué après la filière de traitement pour évaluer son efficacité.

Legionella spp.

Un nouveau paramètre bactériologique fait son apparition : Legionella spp. Cette espèce de bactérie, pourtant très surveillée dans les réseaux d’eau chaude sanitaire n’était jusqu’à maintenant pas recherchée dans l’eau potable. Afin de mieux gérer le risque lié aux légionelles tout en limitant les coûts pour les exploitants d’eau potable, la Commission Européenne a décidé d’instaurer ce paramètre uniquement pour les réseaux de distribution intérieurs.

 

Le PGSSE (Plan de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau)

La Directive européenne 2015/1787 du 06.10.2015 avait déjà introduit le principe des PGSSE sans les rendre obligatoires. La révision de la Directive européenne 98/83/CE « Eau potable » amène une évolution pour les rendre obligatoires à moyen terme.

Il s’agit d’une approche globale visant à garantir en permanence la sécurité sanitaire de l’approvisionnement en eau potable. Pour y parvenir, une stratégie de prévention et d’anticipation des risques doit être mise en place. C’est un changement de paradigme, avec le développement d’un savoir-faire mettant en avant l’anticipation, la proactivité et l’amélioration continue.

Le PGSSE couvre toutes les étapes de l’approvisionnement en eau, du captage jusqu’au robinet du consommateur. Par ailleurs, toutes les unités de production d’eau potable doivent mettre en place ces analyses des risques.

JOURNÉE TECHNIQUE
MISE EN PLACE D’UN PGSSE
Une journée technique gratuite sur la mise en place d’un PGSSE se tiendra le mardi 29 septembre à Montpellier et le mardi 13 octobre à Amiens.
Sabine Lapouge (SAS COPE), experte dans le domaine sécurité sanitaire de l’eau potable, animera cette journée.

S’INSCRIRE

Les 3 phases de la démarche PGSSE

Basée initialement sur les 11 modules de l’OMS, la démarche de mise en place d’un PGSSE repose avant tout sur la constitution d’une équipe pluridisciplinaire dédiée au PGSSE pour sa mise en œuvre. Cette approche peut également être résumée en trois phases, comme présenté dans le webinaire tenu en mai dernier :

La première phase permet d’appréhender le système et de construire une analyse fonctionnelle de l’installation de production et distribution d’eau potable. Cette étape aboutira à la réalisation d’un plan d’échantillonnage et à un premier schéma directeur d’amélioration.

La deuxième phase correspond à la mise en place de l’analyse des dangers pour l’évaluation des risques. Celle-ci mettra en évidence les défauts qui pourraient avoir un impact défavorable sur la qualité de l’EDCH. La gravité du défaut sera évaluée en fonction des résultats des indicateurs mis en place. Pour prioriser les actions, on pourra par exemple utiliser l’indice de criticité défini ci-dessous :

 IC (indice de criticité) = G (gravité) × F (fréquence) x D (détection)

Enfin, la troisième étape consiste à définir les actions correctives à mettre en place ainsi que les indicateurs de suivi. Ces marqueurs microbiologiques permettront de lever les doutes sur une défaillance du réseau, valider l’efficacité et la pertinence des actions correctives et contrôler les opérations de maintenance.

La nécessité des contrôles de terrain

Dans ce contexte, il est nécessaire de disposer d’outils de terrain donnant des résultats rapides. Au niveau microbiologique, les techniques de traitement utilisées sont basées sur des actions de filtration/oxydation qui éliminent toute la biomasse. Disposer d’un indicateur de flore totale (pathogène et non pathogène) est donc pertinent pour contrôler l’efficacité des traitements dans le temps et dans l’espace. L’ATPmétrie quantitative, avec son résultat obtenu en 2 min, présente de nombreux avantages. En effet, elle permet de contrôler sur le terrain le niveau de la charge microbiologique globale d’une eau et de prescrire une action corrective si une dérive est observée. L’utilisation d’un tel indicateur permet de diminuer l’indice de criticité.

Les délais pour mettre en place ces analyses des risques et définir les nouveaux paramètres à suivre sont détaillés dans le tableau suivant. Si l’analyse des risques met en évidence que certains paramètres ne sont pas nécessaires, ils pourront être écartés. Seul le dénombrement des E. coli et des entérocoques doit obligatoirement être réalisé.

Délai de mise en place de la démarche PGSSE après l’entrée en vigueur de la Directive Européenne 98/83/CE et délai de renouvellement.

Délai de mise en placeRenouvellement
Ressource4 ans et demiTous les 6 ans
Réseau de distribution 6 ansTous les 6 ans
Réseau de distribution intérieur6 ansTous les 6 ans

Webinaire – Gestion microbiologique de l’EDCH : l’ATP-métrie, un indicateur d’aide à la décision

La révision de la directive européenne 98/83/CE relative à la qualité de l’eau destinée à la consommation humaine (EDCH) prévoie de rendre les PGSSE obligatoires.

Les PGSSE (Plans de Gestion de la Sécurité Sanitaire des Eaux) constituent une démarche d’amélioration continue ayant pour but de garantir en permanence une qualité microbiologique optimale. Il s’agit d’une stratégie globale visant à identifier les dangers liés à l’exploitation des systèmes de production et de distribution d’eau. Le but étant de prévenir les risques sanitaires en mettant en œuvre un plan d’actions adapté. Pour suivre les actions menés, il est indispensable de disposer de marqueurs de terrain donnant des résultats immédiats.

Au travers de ce webinaire, nous vous présentons :

  • L’ATP-métrie, outil d’autocontrôle dans un PGSSE,
  • Le principe de l’ATP-métrie DENDRIDIAG®,
  • Les performances de cet outil analytique,
  • Toutes les applications terrain pour le contrôle de l’EDCH,
  • Réponses à vos questions…

Pour aller plus loin, découvrez notre série d’articles concernant l’analyse microbiologique de l’EDCH :

Webinaire – Gestion microbiologique de l’EDCH : l’ATP-métrie, un indicateur d’aide à la décision

| ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable, PGSSE | No Comments
La révision de la directive européenne 98/83/CE relative à la qualité de l’eau destinée à la consommation humaine (EDCH) prévoie de rendre les PGSSE obligatoires. Les PGSSE (Plans de Gestion…

Retours de chantier, non conformités… Comment utiliser l’autocontrôle pour les éviter ?

| ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable | No Comments
Après une intervention sur le réseau (nettoyage de réservoirs, mise en service de canalisation, gestion de crise...), il est indispensable de contrôler la qualité microbiologique de l'eau. Les analyses réglementaires…

Comment réaliser un prélèvement d’EDCH pour une analyse microbiologique ?

| ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable | No Comments
Le prélèvement d’eau constitue la première étape pour assurer une analyse bactériologique réussie et fiable. Il conditionne les résultats et l'interprétation qui en sera donnée. L’échantillon doit être représentatif de…

Comment réaliser une comparaison ATP-métrie / culture pertinente ?

| ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable | No Comments
L’ATP-métrie et la culture de bactérie sur milieu gélosé sont deux techniques totalement distinctes et donc difficiles à comparer. Alors que la culture mesure seulement les bactéries cultivables, c’est-à-dire celles…

Retours de chantier, non conformités… Comment utiliser l’autocontrôle pour les éviter ?

Après une intervention sur le réseau (nettoyage de réservoirs, mise en service de canalisation, gestion de crise…), il est indispensable de contrôler la qualité microbiologique de l’eau. Les analyses réglementaires reposent sur la méthode culturale et ne donnent un résultat définitif que 3 jours plus tard. Souvent, il est difficile d’attendre ce résultat pour remettre en service le réseau. L’incidence d’une non conformité entraîne alors un retour de chantier, un risque sanitaire pour les usagers, une dégradation de l’image, voire des pénalités financières.

Pour limiter au maximum ces problèmes, il est nécessaire de mettre en place un outil d’autocontrôle. De plus, ce dernier est en passe de devenir obligatoire avec l’arrivée des PGSSE. Les techniques de traitement utilisées pour la gestion du réseau d’eau potable sont basées sur des actions de filtration/oxydation qui éliminent toute la biomasse. Disposer d’un indicateur de flore totale (pathogène et non pathogène) est donc pertinent pour contrôler l’efficacité de ces traitements dans le temps et dans l’espace. 

Cet indicateur doit aussi être simple, rapide, utilisable par tous. Il doit donner des résultats facilement intégrables, complémentaires aux analyses conventionnelles opérées en laboratoire agréé et aux capteurs en place (sur sites et/ou réseaux). Aujourd’hui, des autocontrôles par culture existent et présentent une bonne ergonomie mais nécessitent un temps d’incubation d’au minimum 18h, ce qui empêche toute réactivité. 

L’ATPmétrie quantitative présente de nombreux avantages. En effet, elle donne en 2 minutes sur le terrain le niveau de charge microbiologique globale d’une eau. Ainsi, l’opérateur peut prescrire une action corrective immédiate si une dérive est observée.

Cas d’étude d’une maintenance menant à une non conformité

Comparaison avec et sans autocontrôle - Remise en service après intervention
Avec autocontrôle donnant un résultat immédiat

Après l’intervention, l’opérateur effectue une analyse sur le terrain de la qualité microbiologique de l’eau. L’analyse révèle un niveau de biomasse élevé annonçant une probable non conformité des analyses réglementaires. L’opérateur réagit alors immédiatement et réalise une nouvelle procédure de nettoyage et désinfection. L’installation est ainsi sécurisée et les retours de chantier évités. Le second contrôle par ATP-métrie montre que l’installation est sous contrôle microbiologique, il peut attendre les résultats réglementaires de façon sereine.

Sans autocontrôle

L’opérateur réalise le prélèvement bactériologique mais ne peut remettre en service l’installation sans risque. Il obtient le premier résultat au plus tôt 2 jours après l’intervention. Pendant ce lapse de temps, si l’installation a été remise en service, l’eau consommée est potentiellement dangereuse. Lorsque le résultat est non conforme, il faut organiser un retour chantier suivi d’un nouveau cycle d’analyse repoussant encore d’au moins 48h la remise en service sans risque.

« Le PGSSE impose de déployer des moyens de terrain, dont les indicateurs microbiologiques pour maîtriser les risques. »

Des utilisations très variées

L’outil d’autocontrôle se montre pertinent dans de très nombreux cas, comme par exemple : 

  • Remise en service des ouvrages après une désinfection (réservoirs, usine de production…),
  • Mise en service de canalisations neuves ou après travaux,
  • Gestion de crise lors de la contamination du réseau,
  • Contrôle des eaux de rinçage pendant la désinfection (citerne, eau du réseau…),
  • Plaintes clients sur la qualité de l’eau, 
  • Enquête suite à une non conformité, 
  • Arrêts prolongés de la distribution ou production…

Comment réaliser un prélèvement d’EDCH pour une analyse microbiologique ?

Le prélèvement d’eau constitue la première étape pour assurer une analyse bactériologique réussie et fiable. Il conditionne les résultats et l’interprétation qui en sera donnée. L’échantillon doit être représentatif de l’eau du réseau à un instant donné. Pour cela, il est nécessaire de respecter plusieurs étapes clés.

 

La description des étapes ci-dessous s’appuie sur les recommandations COFRAC.

Attention ! Le flambage ne doit être effectué que si le matériau est compatible. Si la désinfection du point de prélèvement n’est pas possible, il est indispensable d’effectuer une purge d’au moins 1 minute avant de réaliser le prélèvement.

 

Quel flacon utiliser ?

Pour réaliser une analyse bactériologique, il est indispensable d’utiliser un flacon de prélèvement stérile. Dans le cas d’un réseau d’eau chloré ou utilisant des agents oxydants pour la désinfection du réseau, on distingue deux cas :

  •       Vous réalisez l’analyse immédiatement après le prélèvement :

Le prélèvement peut être réalisé dans n’importe quel type de flacon stérile. Dans le kit d’ATP-métrie DENDRIDIAG, nous fournissons des pots de prélèvement stériles.

  •       Vous réalisez l’analyse plus d’une heure après le prélèvement :

Si vous réalisez une campagne de prélèvement et analysez les échantillons qu’ultérieurement, le prélèvement doit se faire dans un flacon stérile contenant du thiosulfate de sodium. Ce contenant ne doit jamais être rincé au préalable. Le thiosulfate de sodium neutralise l’action des biocides oxydants, c’est-à-dire qu’il stoppe leur effet désinfectant. Ainsi l’échantillon d’eau reste représentatif du réseau avec sa charge microbiologique au moment du prélèvement. La conservation et le transport de l’échantillon doit être réfrigéré et ne pas dépasser 18h.

Si vous utilisez une désinfection UV, il est conseillé de laisser le prélèvement se stabiliser 2h avant de l’analyser pour voir l’effet optimal.

Si vous souhaitez comparer l’ATP-métrie à d’autres méthodes d’analyses, le prélèvement doit être réalisé dans le même type de flacon et dans les mêmes conditions. Il sera ensuite divisé entre les différentes analyses. Pour en savoir plus à ce sujet, consultez cet article

Pour une remise en service optimale de vos réseaux d’eau chaude sanitaire

Après une période d’arrêt ou de faible utilisation, de nombreuses actions sont à entreprendre pour remettre en service les bâtiments. 
Une organisation méthodique est indispensable pour mener à bien un redémarrage optimal.
Mais quelles sont les bonnes mesures à adopter ?

La DGS, les ARS ainsi que l’INRS préconisent un ensemble de recommandations pour guider les exploitants de réseaux d’eau et accroître leur vigilance vis-à-vis du risque microbiologique. Les opérations préconisées portent principalement sur la prévention du risque légionellose dans les eaux chaudes sanitaires.

Recommandations de la DGS, à réaliser dans les 15 jours avant l’ouverture :

 

  • Remettre le réseau en eau si celui-ci a été vidangé pendant la période d’arrêt ou procéder à une purge complète s’il est resté en eau.

Notre conseil : un circuit en acier galvanisé peut être vidangé mais ne doit pas être maintenu en l’état sous peine de corrosion prématurée. L’exploitant programmera un remplissage immédiat.

  • Monter la consigne de température de production de l’eau chaude sanitaire à 60-70°C, en l’absence d’usager dans l’établissement.

Notre conseil : la corrosion du zinc augmente avec la température. Les conduites en acier galvanisé ne doivent pas être soumises à des températures supérieures à 60°C.

  • Procéder à l’écoulement de l’eau chaude à tous les points d’usages, y compris ceux les plus éloignés de la production, jusqu’à obtention de la température maximale au point d’usage, si possible 70°C.

Notre conseil : validez l’efficacité de la désinfection sur le terrain avec une mesure en temps réel des bactéries.

  • Détartrer et désinfecter les éléments périphériques de la robinetterie (flexibles, pommeaux de douche, mousseurs…).

Notre conseil : n’oubliez pas les éléments de réseau situés en amont ! Organisez les opérations d’entretien en suivant le fil de l’eau : désinfection des adoucisseurs, nettoyage des filtres et autres éléments avant les points terminaux.

  • Ajuster la consigne de température de production de l’eau chaude sanitaire à sa consigne habituelle (elle est comprise entre 55°C et 60°C) et s’assurer que la température relevée au niveau collecteur de retour est supérieure à 50°C.
  • Vérifier l’efficacité de ces mesures par la réalisation d’une campagne de recherche des légionelles selon la stratégie d’échantillonnage mise en œuvre habituellement au titre de l’arrêté du 1er février 2010.

Notre conseil : valider l’efficacité des opérations avec la quantification de Legionella pneumophila par qPCR en 48h pour gagner en sérénité.

  • Poursuivre, jusqu’à ouverture et occupation des locaux, les écoulements réguliers de l’eau chaude au moins toutes les 48 h à tous les points d’usage pendant 5 minutes (ou jusqu’à stabilisation de la température), si possible de façon simultanée, jusqu’à l’occupation complète des locaux.

Notre conseil : utilisez un outil d’autocontrôle microbiologique pour anticiper les dérives pouvant conduire à un résultat positif en Legionella pneumophila.

Bien que principalement recherchées dans l’eau chaude sanitaire, les légionelles sont présentes dans les eaux froides. Lorsque les conditions sont favorables, la bactérie est capable de s’y multiplier de manière exponentielle. Un arrêt du réseau d’eau froide accroît d’autant plus le risque microbiologique. Par conséquent, il est important de tenir compte de l’introduction des légionelles via le réseau d’eau froide (eau d’appoint ou mitigeage). L’exploitant appliquera ainsi les règles d’entretien, de maintenance et de surveillance aussi sur le réseau EFS.

Conscient de l’étendue des actions à mettre en œuvre, GL BIOCONTROL accompagne les exploitants pour faciliter la réouverture et optimiser le redémarrage des installations d’eau chaude sanitaire.

Pour valider l’efficacité de vos opérations de redémarrage… 

L’ATP-métrie quantitative : une analyse des bactéries en moins de 2 minutes et directement sur le terrain.

  • Identifiez les zones de prolifération des bactéries de votre circuit.
  • Adaptez vos opérations suivant les résultats (maintenance conditionnelle).
  • Suivez et validez en temps réel vos actions (désinfection, nettoyage des filtres, purge…).
  • Programmez l’analyse réglementaire dès que la qualité d’eau est satisfaisante.

…et pour gagner en sérénité avant réouverture

La PCR quantitative : pour une analyse fiable de Legionella pneumophila en moins de 48h.

  • Prélevez un litre d’eau de votre réseau dans un flacon stérile.
  • Retournez-nous l’échantillon par transport express (réception < 48h).
  • Nous lançons l’analyse dès réception.
  • Nous vous communiquons les résultats au plus tard 48h après réception de l’échantillon.

Quiz Legionella dans les TAR

Quizz le risque lié aux légionelles dans les tours aéroréfrigérantes

TESTEZ VOS CONNAISSANCES :

Le risque lié aux légionelles dans les tours aéroréfrigérantes

Vous pensez être incollable sur le risque lié aux légionelles dans les installations de refroidissement et son impact sur l’exploitation des tours de refroidissement ? Prenez quelques minutes pour tester en 10 questions vos connaissances sur ce sujet et parfaire votre maîtrise du risque « Legionella ». Et ce, de façon ludique !
1. Legionella pneumophila est :
2. La légionellose peut se contracter en :
3. Le nombre de cas de légionelloses déclarés en France en 2018 est d’environ :
4. Les bactéries Legionella se retrouvent dans :
5. Les textes réglementaires demandent aux exploitants la mise en place de traitements visant à limiter :
6. Suite à un résultat d’analyse réglementaire présentant une détection de Legionella pneumophila dans l’eau du circuit de refroidissement, je dois déclencher une action corrective à partir de quel seuil ?
7. Un nettoyage curatif réalisé à partir d’un produit biodispersant doit être immédiatement suivi :
8. La méthode par culture selon la norme NF T90-431 dénombre  :
9. Que doit contenir un plan de surveillance ?
10. Un indicateur de suivi microbiologique est obligatoire. Mais à quoi correspond-t-il ?

Comment réaliser une comparaison ATP-métrie / culture pertinente ?

L’ATP-métrie et la culture de bactérie sur milieu gélosé sont deux techniques totalement distinctes et donc difficiles à comparer. Alors que la culture mesure seulement les bactéries cultivables, c’est-à-dire celles capables de se multiplier sur un milieu donné, l’ATP-métrie mesure la quantité d’ATP présente dans un échantillon. Cette molécule est produite et présente chez toutes les bactéries vivantes.  Ainsi, l’ATP-métrie mesure l’ensemble des bactéries, qu’elles soient cultivables ou non-cultivables. 

Toutefois, lorsque l’on doit valider une nouvelle technique, il est normal de vouloir la comparer à la méthode utilisée classiquement. Pour éviter d’introduire des biais dans l’analyse des résultats, nous vous donnons quelques conseils à respecter.

Des conseils généraux, non limités à ces deux techniques

 

  • Être conscient de ce que chaque technologie mesure : l’ATP-métrie mesure l’ATP, et donc indirectement les bactéries totales, alors que la culture mesure uniquement les bactéries cultivables.
    .
  • Chaque technologie a ses limites. Pour remonter à la quantité de bactéries dans l’échantillon, l’ATP-métrie utilise une convention définie (1 pg ATP ≈ 1 000 bactéries). La culture quant à elle ne voit pas les VBNC (bactéries viables mais non cultivables). D’après la bibliographie, seules 0,01 à 1% des bactéries cultivent sur les HPC. De plus, la culture bactérienne est limitée par le choix du milieu de culture, la température et le temps d’incubation.
    .
  • Il est nécessaire de travailler sur de larges gammes de concentration, c’est-à-dire sur plusieurs LOG.
    .
  • Les mesures doivent être réalisées au minimum 3 fois pour avoir une valeur significative pour chaque méthode.
    .
  • Les échantillons doivent être traités de la même façon, quel que soit la méthode d’analyse. Une des erreurs les plus courantes que nous rencontrons est de conserver l’échantillon en bouteille de thiosulfate pour les analyses en culture et en pot rouge sans thiosulfate pour les analyses en ATP. Dans le premier cas, l’action des biocides sera bloquée tandis que dans le second, l’agent biocide continuera d’agir, éliminant la biomasse. La comparaison entre les deux méthodes est alors faussée. Il est donc nécessaire de réaliser les différentes analyses sur le même flacon de prélèvement. De même, si une dilution de l’échantillon est nécessaire, elle doit être réalisée dans de l’eau stérile ou dans du sérum physiologique pour les deux méthodes. Pour en savoir plus sur le prélèvement, consultez cet article.
    .
  • Dernier point et pas des moindres, il est nécessaire d’avoir un regard critique sur les résultats. Il faut être capable d’identifier un résultat semblant aberrant pour pouvoir l’écarter ou le confirmer.

Des conseils spécifiques à la comparaison ATP-métrie / Culture HPC

En plus de tous ces conseils, qui ne sont pas limités à la comparaison ATP-métrie / culture, quelques points sont inhérents à ces deux technologies :

  • Les milieux de culture liquides faussent les résultats ATP. En effet, on y retrouve une très grande quantité d’ATP libre et d’inhibiteurs notamment. Pour éviter ces biais, diluez les échantillons dans de l’eau ou rincer la membrane de filtration.
    .
  • Les pré-cultures ne sont pas représentatives de l’échantillon réel. Les bactéries sont préparées pour la culture et une plus grande proportion cultive sur les HPC. Il est important de valider la comparaison sur des échantillons réels à écosystème complexe.
    .
  • Même si l’ATP-métrie a un seuil de sensibilité très bas, elle ne peut pas voir la stérilité.

DES ARTICLES DISPONIBLES EN LIGNE

Plusieurs comparaisons ATP-métrie quantitative / culture ont été publiées ces dernières années :

Comment réduire les coûts de non-qualité en galvanoplastie ?

COMMENT REDUIRE LES COUTS DE NON-QUALITE EN GALVANOPLASTIE ?

Le développement de microorganismes dans les bains de traitement de surface (bains de dépose, de rinçage…) est à l’origine de défauts sur les pièces à traiter. Ce type de contamination entraîne des coûts de non-qualité conséquents et des arrêts de production.

Aujourd’hui, très peu d’exploitants ont mis en place des procédures de suivi du développement microbien. Les mesures de prévention sont généralement réalisées « à l’aveugle » à fréquence définie arbitrairement et sans suivi concret. Afin de pallier ces problèmes, GL Biocontrol a élaboré une démarche en trois étapes. Elle a été éprouvée au sein de sociétés horlogères et de sociétés spécialisées dans le traitement de surfaces. Retour sur un process innovant.

Contamination microbienne, un problème mal connu

Lors de la mise en route d’une nouvelle installation, le réseau d’eau est généralement bien réfléchi : les conduites sont neuves, sans aspérité, et les procédures d’entretien sont correctement mises en place. Tout est là pour garantir une production de qualité.

Cependant, avec le temps, on observe des dérives du système. Plusieurs problèmes peuvent apparaître :

  • Des modifications du réseau entraînant la création de bras morts.

  • La sélection de quelques bactéries suite à un même traitement. En effet, la prévention repose souvent sur l’utilisation de biocides tel que l’isothiazolone, seul biocide compatible avec les procédures de traitement des surfaces. Avec le temps, ce traitement unique peut mener à la sélection d’une flore résistante.

  • Une stratégie de nettoyage et désinfection curative non adaptée. Le temps de contact est souvent trop court et/ou la concentration en biocide est trop faible, entraînant une inefficacité des biocides.

  • L’apparition de zones corrodées ou entartrées dans les canalisations et les bacs, favorisant l’accroche des microorganismes et le développement de biofilm.

  • Une turbidité élevée, souvent liée au recyclage de l’eau en boucle, qui réduit la performance des UV.

Tous ces facteurs favorisent le développement microbiologique dans le réseau d’eau et dans les bains de traitement.

Cette contamination microbienne a un impact négatif sur la qualité des pièces produites. D’ailleurs, la sanction financière est double pour l’industriel avec des coûts liés aux défauts de production (rappel ou refus de lots) et des arrêts de production pour effectuer les procédures de nettoyage et désinfection adéquates. Sans compter les dégâts sur l’image de marque…

Les acteurs de la galvanoplastie doivent garantir une bonne qualité microbiologique des bains où vont être plongées les pièces tout en maîtrisant les coûts liés à leur entretien.

Une démarche en trois étapes

Chez GL Biocontrol, nous avons développé une démarche méthodique dans le but de sécuriser le process de fabrication. Cette solution, organisée en trois étapes, répond aux besoins des industriels et optimise les actions correctives.

Identifier…

La première étape consiste à réaliser une cartographie des circuits afin d’identifier en temps réel les zones sous contrôle ou en dérive biologique. Cet examen met en évidence les éléments de réseau entraînant une production de biomasse. Afin d’être réactifs, nous utilisons une méthode de mesure de la flore totale donnant un résultat instantané directement sur le terrain : l’ATPmétrie quantitative. Cette approche permet en plus de s’affranchir des contraintes de délais inhérents à la culture. La boucle de production d’eau, les bains de traitement ainsi que les surfaces doivent être analysées.

La cartographie identifie les points critiques du process de fabrication. Dès lors, l’exploitant peut mettre en place des actions correctives pour améliorer la qualité microbiologique des circuits.

…Évaluer…

Ensuite, ces actions correctives sont suivies et entrent dans une démarche d’évaluation. Par exemple, les différentes phases d’une procédure de traitement (nettoyage et désinfection) sont évaluées et optimisées en temps réel. L’objectif de cette seconde étape est d’adapter exactement le traitement à l’écosystème rencontré afin d’assurer une efficacité optimale. On limite ainsi la prolifération microbienne et le développement de biofilm dans le temps.

…Surveiller

Enfin, la troisième et dernière étape consiste à surveiller dans le temps l’évolution de la qualité microbiologique de la ligne de production. Un autocontrôle des circuits d’eau, des bains d’électrodéposition et de rinçage est possible par ATPmétrie. Les techniciens de maintenance réalisent eux-mêmes les prélèvements et font les analyses à fréquence régulière. Mettre en place une biosurveillance permet de contrôler l’activité microbiologique des installations en temps réel. Ainsi, il est possible de réagir immédiatement en cas de dérive. L’exploitant met en place les actions correctives au plus tôt, limitant les non-conformités sur les pièces traitées. Par ailleurs, l’utilisation d’un indicateur permet de déclencher des procédures de nettoyage et désinfection que lorsque cela est nécessaire.

Accompagnement et suivi

GL Biocontrol propose une prestation complète d’expertise du réseau d’eau et des bains de traitement, et fournit l’ensemble des réactifs, consommables et appareil de mesure nécessaires au contrôle de la qualité microbiologique des circuits. Par ailleurs, l’offre comprend un accompagnement assuré par nos experts pour garantir une bonne mise en œuvre du système : manipulation, définition des limites de surveillance, choix des actions correctives à mettre en œuvre en cas de dérive de l’indicateur…

En résumé…

La démarche DIADEM comporte de nombreux avantages pour les unités de traitement des surfaces. L’optimisation de la qualité des eaux et des bains la mise en place de la surveillance autonome des microorganismes par ATPmétrie permet :

  • une réduction des coûts de production (diminution des arrêts de production, des quantités de produits de traitement injectés, des fréquences des opérations de C.I.P.)
  • une baisse des coûts de non-qualité liés à la présence de défauts visuels sur les pièces traitées par galvanoplastie.

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Projet de recherche : Développement d’un kit de détection des coliphages somatiques

Le projet VIRKIT +

Le 1er février 2018, la commission européenne a proposé une révision complète de la Directive n°98/83/CE. Cette révision inclus un nouveau paramètre : le contrôle des coliphages somatiques selon la norme ISO 10705-2 qui impose une quantification par culture.

Pour cela, il est nécessaire d’analyser 100 ml par méthode culturale. Deux méthodes sont possibles :

  • l’ensemencement de 5 ml d’échantillon sur 20 boites de pétri
  • la concentration de 100 ml d’échantillon pour un ensemencement sur 2 boites de pétri

La première méthode est longue, fastidieuse et coûteuse en temps, matériel et consommables. La concentration présente des avantages incomparables. Cependant, aujourd’hui, il n’existe pas de méthode clé en main pour la concentration des coliphages somatiques.

La modification de la directive impose aux laboratoires de sélectionner et valider une nouvelle méthodologie pour l’analyse des coliphages somatiques par plage de lyse. Cette modification engendre un réel besoin qui n’est pas couvert par l’offre du marché à ce jour.

Depuis janvier 2019, GL BIOCONTROL travaille au développement d’un kit de concentration des coliphages somatiques pour l’analyse des EDCH. Pour cela, la société a obtenu une aide de BPI France et de la Région Occitanie via un projet d’investissements d’avenir (PIA3).

Le but du projet VIRKIT+ est de développer un filtre concentrant efficacement les coliphages somatiques, ainsi qu’une solution de récupération en vue de leur analyse par culture.

Pourquoi introduire ce nouveau paramètre ?

En France, la réglementation est élaborée par le ministère de la Santé à partir de directives européennes. Elle s’appuie sur des travaux médicaux et les recommandations en vigueur de l’Organisation mondiale de la santé (OMS) qui établissent les doses maximales admissibles. En d’autres termes, il s’agit des quantités d’une substance qu’un homme peut absorber quotidiennement sans courir de danger. Sur cette base, la dose maximale tolérable dans l’eau est calculée tout en gardant une marge de sécurité confortable. La réglementation sanitaire actuelle définie plus de 70 critères sanitaires à respecter. Parmi les paramètres contrôlés on distingue :

    • les facteurs organoleptiques,
    • les risques chimiques,
    • les risques microbiologiques.

Depuis la ressource naturelle jusqu’au robinet du consommateur, en passant par l’usine de potabilisation et le réseau de distribution, des traitements et contrôles sont présents pour garantir une bonne qualité. De par la grande diversité des micro-organismes à contrôler, la réglementation s’appuie sur des indicateurs de contamination.

L’arrêté du 11 janvier 2007 dépendant de la directive 98/83/CE du 3 novembre 1998 défini la qualité de l’eau utilisée pour la production d’eau potable. Dans cet arrêté, figurent des normes bactériologiques pour différents paramètres (Escherichia coli, entérocoques, coliformes, …) à ne pas dépasser. Cependant, aucun critère virologique n’est présent.

Or, ces dernières années, des études montrent que les virus entériques humains, responsables de maladies d’origine hydrique, migrent plus rapidement dans le sol que les bactéries. Ils sont également moins sensibles aux traitements de potabilisation. Par conséquent, l’eau peut être contaminée par des virus entériques humains alors que les indicateurs bactériens traditionnels sont négatifs. 

Des défis technologiques d’envergure

« En considérant les résultats de la bibliographie et les préconisations de la norme ISO 10705-3, la filtration sur membrane électropositive est la méthode à privilégier. Cependant, la diversité des virus est très importante, leur taille peut varier de 25 à 120 nm. Ce point constitue le premier verrou technologique. Il faudra être capable de produire un support pouvant capturer efficacement les coliphages somatiques. Après absorption des virus sur le support, l’élution constitue le deuxième verrou technologique. En effet, l’analyse des virus doit se faire par culture ce qui nécessite de garder le virus intègre avec son infectiosité. » rapporte Clément Faye, ingénieur de recherche. 

Un savoir-faire déjà présent

L’objectif du projet est de créer un produit innovant à forte valeur ajoutée sur la base d’un savoir-faire déjà présent dans l’entreprise. GL BIOCONTROL, spécialisée dans la surveillance sanitaire des eaux, a déjà travaillé sur le développement de supports de capture. Ce travail en collaboration avec l’équipe CHROME de l’Université de Nîmes, a permis l’obtention d’un brevet (FR3038616 – Roig et al., 2013).

Par ailleurs, il y a un grand changement de paradigme ces dernières années concernant les analyses microbiologiques. La mise en place du PGSSE (Plan de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau) en est un exemple. Il s’agit d’une approche globale visant à garantir en continu la sécurité sanitaire des eaux potables. Désormais, le but est de disposer d’une stratégie générale d’évaluation permettant de prévenir les dérives. De ce fait, il est indispensable de disposer d’autres indicateurs, comme les coliphages somatiques.

L’équipe R&D, qui a commencé à travailler sur ce projet en 2019, a réussi à mettre au point  un kit complet pour la concentration et l’élution des virus.  Ce kit est désormais commercialisé sous le nom VIRAPREP®.

Analyse par qPCR, mieux prévenir la légionellose

Le nombre de cas de légionellose ne cesse d’augmenter chaque année. Cette maladie, potentiellement mortelle, est causée par l’inhalation de la bactérie Legionella.  La méthode actuelle de référence, la culture, ne permet pas une réactivité suffisamment importante. La qPCR est un outil pouvant aider à réduire les temps d’analyse.

Ces dernières années, le nombre de cas de légionellose est en constante augmentation selon le rapport de l’European Legionnaires’ Disease Surveillance Network’s (ELDSNet). Le mode de contamination est principalement lié à l’inhalation de micro-gouttelettes contenant des légionelles. Les tours aéroréfrigérantes et les réseaux d’eau chaude sanitaire sont identifiés comme installations à risque et principales sources de contamination. Ces équipements doivent donc être particulièrement surveillés.

La culture, une méthode réduisant la réactivité des exploitants

Pour la mise en place d’une prévention efficace de la légionellose, l’une des principales limitations est le temps nécessaire à la détection et à l’identification de Legionella dans l’eau. La méthode de référence est la culture selon la norme NF T90-431. Elle reste la seule méthode utilisable pour respecter la réglementation.

Cette méthode demande aux laboratoires un temps d’analyse de 7 à 11 jours. Le rendu des résultats intervient bien souvent près de 15 jours après le prélèvement. Ce délai limite la réactivité des exploitants en cas de contamination. En effet, pendant l’attente des résultats, une installation contaminée reste en fonctionnement. De ce fait, elle constitue un risque de santé public important.

La qPCR pour réduire les temps d’analyse

Pourtant, des méthodes adaptées permettant une quantification fiable et rapide de Legionella pneumophila existent depuis de nombreuses années. Dans le cadre du plan de surveillance des installations, il est possible de réaliser une analyse de l’eau par méthode qPCR selon la norme NF T90-471. Le premier résultat est alors obtenu en moins de deux heures. Si une contamination est détectée, des actions correctives peuvent être mises en place immédiatement… bien avant la réception des résultats par culture !

GL BIOCONTROL, expert en microbiologie des eaux, propose ce service et réalise la quantification de Legionella pneumophila par qPCR selon la norme NF T90-471.
L’identification des colonies par qPCR autorisée par la norme NF T90-431

D’autre part, pour pallier en partie au problème de délai d’obtention des résultats par culture, la norme NF T90-431 autorise aujourd’hui la confirmation des colonies typiques de Legionella par PCR temps réel. En cas de détection de légionelles par culture, la confirmation des colonies peut être réalisée par PCR. Cela permet de diminuer le rendu de résultat de 48 heures environ. Les exploitants peuvent alors réagir plus rapidement pour stopper la dissémination des légionelles dans l’environnement.

GL BIOCONTROL a développé un kit d’identification des légionelles par qPCR et vous fourni accompagnement et conseil dans sa mise en place. L’usage de la PCR, méthode spécifique et rapide, diminue les temps d’analyse et augmente considérablement votre réactivité.