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Célia Martinez

Pourquoi, quand et comment rechercher les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques ?

Indicateurs viraux, paramètres désormais intégrés dans la réglementation

La réglementation européenne a introduit le suivi des coliphages pour contrôler la qualité virologique de l’eau potable et de l’eau issue des procédés de REUT.

Pour le contrôle de l’eau potable, seule la recherche des coliphages somatiques est demandée par la Directive UE 2020/2184. C’est la première fois qu’un paramètre virologique est introduit dans le domaine de la potabilisation. Il doit être recherché dans la ressource et s’il est détecté, l’opérateur doit montrer son élimination en sortie de filière de traitement.

Dans le cadre de la REUT, ce sont les coliphages totaux qui sont recherchés, c’est-à-dire à la fois les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques (Règlement UE 2020/741). Déjà demandé par l’arrêté du 2 août 2010, ce paramètre est désormais requis pour l’utilisation de l’eau destinée à l’irrigation de cultures vivrières consommées crues dont la partie comestible est en contact direct avec l’eau de récupération et les plantes sarclées consommées crues.

La recherche des coliphages somatiques et des bactériophages ARN F-spécifiques est utilisée pour évaluer l’efficacité de traitement des usines de potabilisation et des usines de traitement des eaux usées.

Pour en savoir plus sur les coliphages somatiques, consultez cet article.

Des indicateurs pour la lutte contre le covid-19

Dans le cadre de la lutte contre le SARS-CoV-2, l’ANSES a été saisie par le Ministère de la Transition écologique. L’agence doit évaluer deux virus, les bactériophages ARN F-spécifiques et les coliphages somatiques, pour suivre l’abattement du SARS-CoV-2 dans les eaux usées et les boues¹.

Les seuils retenus :
  Virus analysés Valeur seuil

Avant traitement

Valeur seuil

Après traitement

Eau potable Coliphages somatiques inf. à 50 PFU/ 100 ml 0 / 100 ml
REUT Coliphages totaux* 6 LOG d’abattement**

*Si l’analyse des coliphages totaux est impossible, au moins l’un d’entre eux (les coliphages F-spécifiques ou les coliphages somatiques) doit être analysé.
**Si les virus ne sont pas présents en quantité suffisante dans les eaux usées brutes pour parvenir à une réduction de 6 LOG, l’absence de cet indicateur dans l’eau traitée signifie que les exigences de validation sont satisfaites.

Les seuils établis par la réglementation imposent donc aux laboratoires d’analyses de disposer d’une méthode de concentration de l’échantillon.

Sur quelles normes s’appuyer pour l’analyse ? 

Les normes ISO 10705-1 et 10705-2 décrivent la méthode de détection des bactériophages ARN F-spécifiques et des coliphages somatiques respectivement. La détection se fait par comptage des plages de lyse sur gélose en double couche. Avec cette méthode, il est possible d’analyser jusqu’à 5 ml d’échantillon sur une même boîte. Ainsi, en inoculant 20 boîtes en parallèle, il est possible de détecter un virus dans 100 ml. Cependant, cette méthode est longue, fastidieuse, coûteuse en matériel et donc non adaptée à une analyse en routine.

La norme ISO 10705-3 propose donc plusieurs méthodes de concentration de ces virus, détaillées dans le tableau ci-dessous. Chaque laboratoire doit mettre en place et valider sa méthode selon les critères donnés dans la norme.

Les méthodes de concentration selon l’ISO 10705-3

Méthode Principe Les + Les – 
Adsorption/ élution 

Adsorption des virus sur un support via des interactions électrostatiques.

Elution dans 10-15 ml ou 500-1000 ml puis ultrafiltration pour reconcentrer.

Recommandé pour des échantillons de 10 à 100 litres.

  • Simple
  • Hauts rendements 
  • Investissement matériel élevé
  • Consommables chers
  • Colmatage
  • Faible reproductibilité
Floculation

Floculation des virus à l’aide de Mg(OH)2.

Elution dans 30 ml.

Recommandé pour des échantillons de 100 ml à 1 L avec une turbidité > 2 NTU.

  • Peu coûteux
  • Efficace pour les échantillons turbides
  • Temps de main d’oeuvre élevé
  • Utilisation de produits chimiques
  • Faible reproductibilité
Filtration sur membrane

Concentration des virus sur un support

Elution dans un volume < 5 ml.

Recommandé pour des échantillons de 100 ml à 1 L avec une turbidité < 2 NTU.

  • Temps de main d’oeuvre réduit
  • Simple
  • Reproductible
  • Rendements impactés par la vitesse de filtration
  • Peu de références de filtres disponibles

La filtration sur membrane est parfaitement adaptée à l’analyse de l’eau obtenue après traitement (REUT ou potabilisation). En effet, la concentration de 100 ml à 1 litre d’échantillon est suffisante pour atteindre les performances demandées. Par ailleurs, le traitement garantit généralement une bonne qualité d’eau avec un taux de matière en suspension et une turbidité faibles, rendant possible la filtration d’un litre d’eau sans problème de colmatage.

Ainsi, la filtration sur membrane s’avère être le meilleur compromis alliant simplicité, rapidité et performances.

La filtration sur membrane

Le principe repose sur la concentration de 100 ml à 1 litre d’échantillon d’eau sur une membrane spécifique ayant une affinité pour les virus recherchés. Ceux-ci sont ensuite élués dans une solution assurant la conservation de leur intégrité et de leur infectiosité. Le volume d’éluat (5 ml) ainsi que la membrane filtrante sont alors déposés en gélose double couche (10705-1 et -2) pour analyser l’intégralité de l’échantillon.

C’est ce que propose le kit VIRAPREP® , une méthode clé en main pour concentrer les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques. Ce kit, qui répond intégralement aux exigences de la norme ISO 10705-3, permet de limiter l’analyse à l’ensemencement de deux ou trois boîtes.

Plusieurs laboratoires d’analyses ont obtenu l’accréditation COFRAC avec le VIRAPREP® comme méthode de concentration.

L’ATP-métrie : un indicateur prédictif des non-conformités bactériologiques des eaux

Les milieux HPC (Heterotrophic Plate Count) tels que le YEA, PCA ou R2A, couramment utilisés pour dénombrer les bactéries environnementales (ex : germes revivifiables à 22°C ou à 36°C), détectent moins de 1% de la flore totale (OMS, 2003). En effet, une large proportion des bactéries ne peut se multiplier sur ces milieux. C’est par exemple le cas des :

  • Bactéries anaérobies (stricts ou tolérants) : la présence d’oxygène ralentit ou inhibe leur croissance.
  • Bactéries nécessitant une température spécifique pour cultiver tels les psychrophiles (faible température) ou les thermophiles (hautes températures).
  • Germes nécessitant un environnement spécifique tel que les acidophiles (milieu très acide) ou les halophiles (haute salinité).
  • Germes ayant besoin d’éléments spécifiques comme des acides aminés rares, sucres complexes, vitamines, cations…
  • Bactéries incultivables dont la culture est impossible avec les techniques traditionnelles.

Représentation de la flore bactérienne totale

  • Bactéries VBNC (viables mais non cultivables) qui ont perdu leur cultivabilité de façon transitoire suite à un stress. L’utilisation de biocide, les traitements physiques (ex : UV) ou la modification des paramètres environnementaux (température, pH…) peuvent être à l’origine de cet état.

De plus, pour être détectée par l’œil du technicien, la bactérie doit être capable de former une colonie. C’est-à-dire passer d’une à plusieurs millions dans le temps de culture imparti. Cela implique une phase de latence courte et une vitesse de multiplication suffisamment rapide, paramètres dépendants notamment de la température d’incubation et du milieu utilisé.

En fin de compte, sur les milieux classiquement utilisés pour le contrôle des eaux, on ne détecte que la flore mésophile aérobie capable de cultiver entre 20°C et 45°C, dans le temps donné, et pour qui les éléments nutritifs du milieu sont adaptés.
Parler de « flore totale » par culture est une aberration !

Chaque milieu de culture en fonction des conditions choisies, ne va détecter qu’une fraction des bactéries.
Il faut donc parler de flore cultivable en indiquant le milieu de culture, la température et le temps d’incubation choisis.

Exemple de développement bactérien suivi par culture et par ATP-métrie

L’ATP-métrie, quant à elle, détecte l’ensemble de la flore bactérienne vivante en s’affranchissant du caractère cultivable. L’ATP-métrie permet ainsi de détecter les bactéries cultivables et non-cultivables. Pour ces différentes raisons, il est fréquent d’observer une augmentation de la flore totale par ATP-métrie bien avant l’apparition des colonies sur un milieu de culture.

L’ATP-métrie est un indicateur précoce d’une contamination microbiologique.

Comment évaluer l’efficacité d’un traitement UV par ATP-métrie ?

Le traitement UV

Principe de fonctionnement

La désinfection par UV est aujourd’hui régulièrement utilisée pour le traitement de l’eau potable. Les UV agissent sur les acides nucléiques (ADN/ARN) de la plupart des cellules (bactéries, virus, protozoaires…). Ils endommagent le matériel génétique des microorganismes les empêchant alors de se reproduire et/ou d’assurer une partie de leur fonction métabolique. On parle d’inactivation du microorganisme.

Suivant le type de microorganisme et de son état physiologique, l’inactivation aura un effet bactéricide entraînant la mort de la cellule, ou un effet bactériostatique qui entraîne un arrêt de la croissance de manière transitoire le temps que ce dernier répare son matériel génétique. Si l’UV est suffisamment puissant, il peut altérer l’intégrité membranaire entraînant la lyse immédiate de la cellule. 

Doses UV ou fluence

Cependant, les doses nécessaires varient d’un microorganisme à un autre. La dose UV ou “fluence” est le paramètre essentiel pour dimensionner une installation UV. Elle correspond au résultat de l’intensité d’émission de la lampe multipliée par le temps de contact, celui-ci étant directement dépendant du débit pour une installation hydraulique.

Le graphique ci-dessous représente l’efficacité de différentes puissances de réacteurs en fonction du débit de passage de l’eau. Les mesures sont effectuées 2h après le traitement grâce au kit d’ATP-métrie DENDRIDIAG® SW. Le graphique montre bien l’effet du débit sur la qualité du traitement UV. 

D’après la bibliographie, pour avoir une bonne efficacité sur l’ensemble des microorganismes, la dose UV doit être a minima de 40 mJ/cm². Généralement, les UV-C sont utilisés pour le traitement à une longueur d’onde de 254 nm.

Par ailleurs, plusieurs paramètres jouent sur l’efficacité du traitement UV :

  • la transmittance de l’eau,
  • la turbidité,
  • la teneur en matière organique,
  • la couleur,
  • l’encrassement des lampes (teneur en fer et en manganèse de l’eau, entartrage,… ),
  • l’épaisseur de la lame d’eau,
  • le vieillissement des lampes…

Contrairement à un traitement biocide tel que le chlore, l’UV n’a pas d’effet de rémanence. Si le matériel génétique est peu endommagé, les microorganismes ont la capacité de le réparer et peuvent alors se multiplier à nouveau. Il faut donc éviter de stocker une eau désinfectée aux UV au risque de voir l’apparition d’un développement bactérien important. Le traitement UV montre toute sa pertinence lorsqu’il est utilisé :

  • au point d’usage,
  • en complément d’autres traitements (potentialisation),
  • sur une eau très peu contaminée.

La mesure de l’efficacité du traitement UV par ATP-métrie

L’ATP-métrie quantitative mesure la quantité d’ATP présente dans les microorganismes. Il s’agit d’une mesure de la flore totale. 

Après une désinfection UV, on peut observer 3 scénarios par la mesure ATP :

  • Abattement immédiat : le réacteur UV détruit immédiatement les cellules qui libèrent leur ATP dans le milieu. L’étape de filtration sur membrane élimine alors l’ATP libre. 
  • Abattement observé 2h après le traitement : l’UV a efficacement endommagé les cellules mais n’a pas altéré leur intégrité membranaire. De ce fait, l’étape de filtration ne permet pas de les éliminer. Il est alors nécessaire d’attendre 2h que les cellules soient détruites pour observer l’effet bactéricide du traitement. 
  • Pas d’abattement observé 2h après traitement : l’UV n’a pas ou peu d’effet bactéricide. Il y a alors un risque important de recroissance si l’eau est stockée plusieurs jours. Il est donc important d’évaluer si l’UV a un effet bactériostatique. Attention, en culture, cet effet bactériostatique peut être confondu avec l’effet bactéricide. En effet, il entraîne une augmentation du temps de latence et donc une diminution ou une absence des GT22. 
Comment contrôler l’effet des UV par ATP-métrie ?

Suite à un traitement UV, prélever un litre d’eau traitée et effectuer une mesure sur l’échantillon après 2h, puis toutes les 24h pendant 3 à 4 jours. Cette étude permettra d’observer l’évolution de la biomasse dans le temps comme le montre la figure ci-contre.

Dans le cas où le traitement UV n’est pas satisfaisant, plusieurs options sont envisageables : 

  • augmenter la puissance de la lampe UV,
  • diminuer le débit de passage de l’eau, 
  • vérifier l’état des lampes ou l’encrassement des quartz, 
  • évaluer la transmittance de l’eau…

Schématisation de comportements de la biomasse après un traitement UV

Nouvelle réglementation des installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées, quelles mesures mettre en place ?

Contexte

En décembre 2019, 24 cas de légionelloses ont été détectés dans l’ouest de Strasbourg causant 2 décès. Selon les résultats de l’enquête, le condenseur par voie humide d’une chaufferie collective serait à l’origine de ces contaminations.

Selon leur mode de fonctionnement et ainsi que leur conception, les installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées peuvent présenter un risque de prolifération des légionelles et leur dispersion dans l’environnement.

Afin de prendre en compte le risque Legionella lié à l’exploitation de ces installations, le ministère a décidé d’intégrer ces équipements à la rubrique 2921 des ICPE au même titre que les tours aéroréfrigérantes. L’arrêté du 23 juillet 2021 brosse le portrait des évolutions réglementaires et leur application.

A partir du 1er septembre 2021 et progressivement jusqu’en janvier 2025, l’arrêté du 14 décembre 2013 relatif aux installations soumises à déclaration sous contrôle s’appliquera aux condenseurs par voie humide.

 

Quelles mesures devront être mises en place ?

 

Concrètement, qu’est-ce que cela implique pour les exploitants de telles installations ?

Nous vous dressons ici une liste non exhaustive des principales actions à mettre en œuvre :

  • Suivi bimestriel de la concentration en Legionella pneumophila par un laboratoire accrédité COFRAC selon la norme NF T90-431. Le seuil limite se situe à 1000 UFC/l.
  • Mise en place d’une AMR (Analyse Méthodique des Risques) qui devra être reconduite tous les deux ans sur l’installation. L’AMR a pour but d’identifier tous les facteurs de risques de prolifération ou de dissémination des légionelles.
  • Formation de l’ensemble du personnel intervenant à la gestion des risques « Legionella ».
  • Mise en place d’une stratégie de traitement chimique ou physique pour lutter contre l’entartrage, la corrosion, le développement bactérien et de biofilm.
  • Formalisation d’un plan d’entretien de maintenance et de surveillance de l’installation. Ils intègrent toutes les mesures préventives visant à minimiser les risques.
  • Formalisation de l’ensemble des procédures de réaction face à un résultat positif en légionelles ou en cas de flore interférente.
  • Mise en place d’un carnet sanitaire qui rassemble les procédures et toutes les données de traçabilité liées à la gestion de l’installation.
  • Mise en place d’un indicateur microbiologique pour anticiper une dérive de l’installation tel que l’ATP-métrie.

L’entrée dans la rubrique 2921 des installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées n’est pas anodine. Elle engendre des coûts de main d’œuvre, d’exploitation, d’analyses et de produits de traitement importants pour l’exploitant.

Qui sont les coliphages, nouveau paramètre de la Directive Eau Potable ?

Les coliphages sont des virus capables d’infecter les bactéries coliformes comme Escherichia coli, ou plus rarement Shigella spp ou Klebsiella spp. E. coli est la bactérie la plus abondante dans l’intestin humain et animal. De ce fait, les coliphages, virus non pathogènes, sont également les plus abondants dans l’intestin.
Par ailleurs, il a été démontré que les coliphages ne se multiplient que très faiblement dans l’environnement car les conditions leurs sont trop défavorables. Ainsi, les coliphages retrouvés dans l’environnement proviennent principalement de contaminations d’origine fécale et peuvent être utilisés comme indicateurs de la qualité microbiologique de l’eau.

Caractéristiques principales des coliphages

Dans les eaux, on s’intéresse principalement à deux types de coliphages : les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques. Ils se distinguent notamment par le récepteur bactérien auquel ils s’attachent pour l’infection.

Coliphage somatique Bactériophage ARN F-spécifique
Mode d’infection Infection par un récepteur de la paroi bactérienne. Infection par le pilus sexuel de la bactérie.
Taille Très variable (≈ 50-120 nm) 21-30 nm
Génome ADN simple ou double brin ARN simple brin
Familles les plus connues Myoviridae, Podoviridae ou encore Microviridae Leviviridae
Modèle le plus utilisé ϕX174 MS2

Le terme « coliphages totaux », que l’on peut retrouver dans certaines réglementations, regroupe les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques.

Quel est le meilleur indicateur de contamination fécale/d’efficacité des traitements ?

Les coliphages somatiques sont-ils un meilleur indicateur de contamination fécale que les bactériophages ARN F-spécifiques ? Ceci est sujet à débat. Les études scientifiques semblent montrer que les coliphages somatiques sont généralement plus abondants dans les eaux que les bactériophages ARN F-spécifiques. Cependant, cela semble être l’inverse dans les eaux souterraines ou les eaux recyclées traitées aux UV. Par ailleurs, d’un point de vue purement méthodologique, la détection des coliphages somatiques est plus simple.

Ce qui est sûr, c’est qu’en comparaison avec les indicateurs bactériens, les coliphages sont moins sensibles aux procédés de désinfection et survivent plus longtemps dans l’environnement. Par ailleurs, les virus migrent plus rapidement et plus loin dans les sols que les bactéries. Ainsi, l’eau peut être contaminée par des virus entériques humains même en l’absence d’indicateurs bactériens traditionnels (bactéries coliformes/E. coli). Le rapport de l’ANSES (n° 2018-SA-0027), publié en 2018, souligne que les bactériophages sont de très bons indicateurs d’efficacité du traitement appliqué à l’encontre de virus.

Que demande la réglementation ?

Depuis quelques années, la réglementation introduit le suivi des coliphages pour contrôler la qualité d’eau aussi bien dans certains états des Etats-Unis ou d’Australie qu’en Europe. Ces nouveaux critères microbiologiques concernent l’eau destinée à la consommation humaine ainsi que les eaux usées traitées. Les réglementations existantes recommandent d’analyser soit la quantité de coliphages somatiques, soit de bactériophages ARN F-spécifiques, soit les deux.

En Europe, le dénombrement des coliphages somatiques est introduit dans la nouvelle Directive Européenne 2020/2184 « Eau potable » au niveau de la ressource. Si le résultat est supérieur à 50 PFU dans 100 ml, l’eau en sortie de filière de traitement doit être contrôle pour démontrer l’efficacité de traitement.

De plus, cette nouvelle directive introduit la mise en place des PGSSE. Ces plans de gestion demandent aux exploitants de mettre en place une stratégie générale de prévention des risques. Ainsi, il est pour eux indispensable de mettre en place de nouveaux indicateurs, comme les coliphages somatiques. Cette révision a été publiée le 23 décembre 2020.

On retrouve également le dénombrement des coliphages en Europe dans la réglementation européenne concernant la réutilisation des eaux usées traitées parue en juin 2020. Cette fois-ci, il est recommandé d’analyser les coliphages totaux en entrée et sortie de STEP. Un abattement de 6 LOG est par exemple demandé suivant la qualité d’eau destinée à l’irrigation agricole.

Comment les détecter  ?

Afin de répondre à ces nouvelles exigences réglementaires, les laboratoires doivent mettre en place les méthodes d’analyses adaptées. D’après le rapport de l’ANSES, en 2018 en France, seul un laboratoire était accrédité pour l’analyse des phages, et uniquement pour les bactériophages ARN F-spécifiques.

Les normes EN ISO 10705-1 et 10705-2 décrivent la détection par comptage des plages de lyse sur gélose en double couche pour les bactériophages ARN F-spécifiques et les coliphages somatiques respectivement.

Cependant, elles proposent uniquement de déposer 5 ml d’eau sur 20 géloses afin d’analyser les 100 ml d’échantillon. Cette méthode est longue, fastidieuse, couteuse en matériel et donc non adaptée à une analyse en routine.

Toutefois, la partie -3 de cette même norme conseille plusieurs solutions. D’après les études menées sur le sujet, la concentration sur membrane filtrante semble être la plus simple et la moins couteuse à mettre en place. Elle est particulièrement adaptée pour observer les abattement de 4 à 6 LOG demandés, pour l’analyse des eaux présentant une faible turbidité comme l’EDCH ou dans le cadre de la réutilisation des eaux usées traitées.

C’est pour cela que nous proposons le kit de concentration VIRAPREP® déjà utilisé par plusieurs laboratoires d’analyses.

Projet READYNOV DIAG’Eau

Conception de Dispositifs Autonomes de Gestion microbiologique et chimique de l’Eau

Les méthodes d’analyses microbiologiques actuelles ne permettent pas d’anticiper les risques sanitaires. En effet, les délais d’obtention des résultats empêchent toute réactivité.  Dans ce contexte, GL Biocontrol en partenariat avec l’équipe Chrome de l’Unîmes a obtenu le projet de recherche DIAG’eau. Ce projet, subventionné par la Région Occitanie dans le cadre de l’appel à projets READYNOV, a pour but de développer des outils de terrain pour la détection des risques biologiques, virologiques et chimiques.

CONTEXTE

La Directive Européenne 98/83/EC évolue pour rendre obligatoire les PGSSE (Plans de Gestion de la Sécurité Sanitaire des Eaux). C’est une approche globale visant à garantir en permanence la sécurité sanitaire de l’approvisionnement en eau destinée à la consommation humaine. Elle couvre toutes les étapes, du captage jusqu’au robinet du consommateur.

L’esprit du PGSSE est d’identifier les dangers liés à l’exploitation des systèmes de production et de distribution d’eau afin de prévenir les risques sanitaires avec le développement d’un savoir-faire mettant en avant l’anticipation, la proactivité et l’amélioration continue. Un point important de cette nouvelle approche est la réactivité des équipes face aux problèmes (en savoir plus).

Tous les jours, de nombreuses interventions sont effectuées sur les réseaux d’eau, soit pour de la maintenance soit suite à un incident. La réalité du terrain impose bien souvent la remise en service immédiate des ouvrages sans attendre les analyses réglementaires car le délai de rendu est trop long. Pour la surveillance microbiologique par exemple, les méthodes culturales s’avèrent peu adaptées car le délai d’obtention des résultats est de 18h à 7 jours, sans compter le délai d’acheminement des prélèvements.

« Avec des résultats obtenus 18h à 72h après l’intervention, aucune réactivité n’est possible »

Ce manque de réactivité entraine des risques sanitaires importants et des retours de chantier. Pourtant, ces problèmes auraient pu être évités avec une action corrective immédiate. Ainsi, il apparait nécessaire de disposer d’outils de terrain donnant des résultats rapides concourant à l’évaluation et à la maîtrise des risques.

Les délégataires de services (SUEZ, Veolia, Saur…) comme les Régies des eaux l’ont bien perçu et cherchent des méthodes rapides pour détecter les contaminations biologiques et chimiques.

LE PROJET DIAG’eau

L’objectif du projet DIAG’eau est de développer ces outils de terrain manquants. Ils permettront la détection immédiate des risques bactériologique, virologique et chimique. Avec ces outils de première alerte, les Personnes Responsables de la Production et de la Distribution d’Eau pourront entre autres :

  • Vérifier les pratiques et les réalités d’intervention des personnels d’opération
  • Apprécier l’efficacité des bonnes pratiques métiers : purge, lavage de réservoirs, pose de canalisations neuves, travaux…
  • Améliorer la réactivité des personnels d’interventions en cas de crise,
  • Lever le doute sur une pollution potentielle, une intrusion réservoir…
  • Lever une non-conformité réglementaire,
  • Enrichir le panel d’outils et conforter les organisations.

Collaboration avec l’UNîmes

2011

Début de la collaboration avec un projet commun sur les virus

2014-2016

Projet RAPID SACAD’eau (soutien DGA) :
- Dépôt de 2 brevets communs
- Création du produit DNA Pure-Flash

2016-2019

Signature d'un contrat cadre :
- Développement de membranes pour la concentration des virus (PIA3)
- Projet DUOTOX Bioluminescence (soutien ANSES 2019)

2020-2023

Projet DIAG’eau (Soutien Région via un dispositif READYNOV)

Intégrer le risque microbiologique dans les PGSSE

La qualité de l’eau destinée à la consommation humaine (EDCH) est appréhendée au travers d’un ensemble de dispositions réglementaires régie par la Directive européenne « eau potable » 98/83/CE. 
Le projet de révision de cette directive prévoit une évolution vers des PGSSE (Plans de Gestion de la Sécurité Sanitaire des Eaux) obligatoires. Dès 2004, l’OMS a défini le cadre conceptuel des PGSSE. Il s’agit d’une approche globale visant à garantir en permanence la sécurité sanitaire de l’approvisionnement en eau potable.
Pour y parvenir, une stratégie générale de prévention et d’anticipation passant par une évaluation et une gestion préventive des risques doit être mise en place. C’est un changement de culture, avec le développement d’un savoir-faire mettant en avant l’anticipation, la proactivité et l’amélioration continue.

« Une approche anticipative plutôt que curative »

En résumé, le PGSSE doit permettre :

    • D’identifier les dangers et d’évaluer les risques sanitaires des installations de production et distribution d’eau potable ;
    • De déployer des moyens de terrain pour maîtriser ces risques ;
    • D’assurer l’efficacité des mesures en place et de contribuer à la préservation de la santé du consommateur.

Toutes les étapes de la production doivent être vérifiées depuis la ressource en eau, le captage, le traitement et la distribution jusqu’au robinet du consommateur.

Principales étapes d’un PGSSE

L’analyse des risques doit faire apparaître les défauts et dangers. C’est ensuite à l’exploitant de prioriser les actions en utilisant par exemple l’indice de criticité. Pour en savoir plus sur le sujet, consultez cet article.

Pour assurer le suivi des actions correctives et limiter la réapparition du défaut, il est indispensable de disposer d’outils de terrain. L’indicateur microbiologique doit :

    • être simple d’utilisation pour limiter le temps de mobilisation des hommes, 
    • donner un résultat immédiat, 
    • être peu onéreux
    • être représentatif de la biomasse totale (pathogène et non pathogène) .

En effet, les techniques de traitement utilisent des actions de filtration/oxydation qui éliminent toute la biomasse. Disposer d’un indicateur de flore totale est donc pertinent pour contrôler l’efficacité des traitements. Les méthodes culturales nécessitent un temps d’incubation de 18h à 24h a minima. Et cela sans compter les délais d’acheminement des échantillons au laboratoire, leur traitement et l’interprétation des résultats. De plus, ce délai augmente à 48h – 72h si l’échantillon est sous-traité à un laboratoire externe.

Quel outil utiliser pour valider en temps réel vos actions ?

L’ATPmétrie quantitative présente de nombreux avantages. En effet, elle donne en 2 minutes sur le terrain le niveau de charge microbiologique globale d’une eau. L’opérateur peut alors prescrire une action corrective immédiate s’il observe une dérive. Simple, rapide, utilisable par tous et donnant des résultats facilement intégrables, elle est complémentaire des analyses opérées en laboratoire agréé et des capteurs en place. Les résultats obtenus pourront alors alimenter les modèles existants en données qualifiées et fiables.

L’ATP-métrie donne un résultat en picogramme d’ATP pouvant être converti en équivalent bactéries selon une convention. Pour faciliter l’interprétation, nous proposons des seuils de surveillance et de contrôle. Ces limites ont été établies à partir des retours clients et d’une étude comparative effectuée en partenariat avec le CNR-IRSA et SMAT en 2018. 

 

Seuils établis pour la surveillance de l’eau potable :

Une nouvelle app !

Pour rendre l’ATP-métrie plus conviviale et pertinente, GL Biocontrol développe une nouvelle app. Elle combine les résultats d’analyse des paramètres physico-chimiques et microbiologiques pour donner une interprétation globale sur la qualité d’eau. Cette application servira d’aide à la prise de décision. Ce travail s’effectue dans le cadre de l’appel à projet READYNOV soutenu par la Région Occitanie.

Après désinfection ou en sortie de filière

Réseau de distribution d’eau potable

L’indicateur microbiologique permet de : 

  • Vérifier les pratiques et les réalités d’intervention des personnels d’opération (délégataire, fonctionnaire territorial, prestataire externe) ; 
  • Apprécier l’efficacité des bonnes pratiques métiers : purge, réparation sur branchement ou canalisation, désinfection/sanitation, suivi du fonctionnement du réseau d’eau potable via les capteurs/modèles (hypervision, autres dispositifs…) ;  
  • Améliorer la réactivité des personnels d’interventions, en cas de situations d’urgence (contamination accidentelle bactériologique et/ou chimique, suivi des alarmes critiques, …) ;
  • Lever le doute sur une pollution potentielle, une pollution accidentelle, une intrusion réservoir, un prélèvement sur hydrant…
  • Enrichir le panel d’outils et conforter les organisations.

Grâce à cet outil, les exploitants des réseaux (fermage, collectivités et régies) pourront intervenir sur des problématiques très variées :

  • Mise ou remise en service des ouvrages après une désinfection,
  • Mise en service des canalisations neuves ou après travaux,
  • Gestion de crise lors de la contamination du réseau,
  • Contrôle des eaux de rinçage pendant la désinfection (citerne de camion, eau du réseau…)
  • Suivi de non-conformités,
  • Analyse suite à une réclamation client,
  • Le suivi d’un programme « eau sans Chlore »,
  • L’optimisation des purges d’antenne,
  • L’identification d’anomalies suite à un changement climatique (inondation, orages …), 
  • Etc…

Qu’est-ce qui va changer avec la nouvelle Directive européenne Eau Potable ?

L’arrêté du 11 janvier 2007 dépendant de la directive 98/83/CE définissait jusqu’à aujourd’hui la qualité de l’eau utilisée pour la production d’eau destinée à la consommation humaine. La Commission européenne a proposé une évolution de la directive sur l’eau potable qui a été publiée fin 2020.

La révision apporte des modifications sur la nature des paramètres à contrôler et sur leurs valeurs limites. Cet article traite uniquement des paramètres microbiologiques. La nouvelle directive amène également un changement complet de paradigme avec l’introduction des PGSSE (Plans de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau).

Paramètres microbiologiques

Les paramètres donnés représentent les minimas imposés par la nouvelle Directive Européenne. Les Etats Membres sont ensuite libres d’ajouter des paramètres ou des limites de qualité plus stringentes.

Références et limites de qualité de l’arrêté du 11 janvier 2007 et de la nouvelle directive 2020/2184

PARAMÈTRES Seuil limite

Arrêté 11 janvier 2007

Seuil limite

Directive 2020/2184

Remarques
Escherichia coli (E. coli) 0 UFC/100 ml 0 UFC/100 ml Limite de qualité
Entérocoques 0 UFC/100 ml 0 UFC/100 ml Limite de qualité
Bactéries coliformes 0 UFC/100 ml 0 UFC/100 ml Référence de qualité
Bactéries sulfito réductrices y compris les spores 0 UFC/100 ml X Référence de qualité
Clostridium perfringens X 0 UFC/100 ml Uniquement si l’analyse des risques le préconise.
Germes aérobies revivifiables à 22°C Variation dans un rapport de 10 par rapport à la valeur habituelle. Pas de changement significatif. Référence de qualité
Germes aérobies revivifiables à 37°C. Variation dans un rapport de 10 par rapport à la valeur habituelle. X Référence de qualité
Coliphages somatiques X < 50 PFU/100 ml Référence de qualité

Dans la ressource. Si dépassement, contrôle de l’eau en sortie de traitement.

Legionella X < 1000 UFC/L Référence de qualité

Seulement dans les réseaux de distribution intérieurs.

 

Paramètres fondamentaux

E. coli et les entérocoques sont considérés comme des paramètres fondamentaux et doivent obligatoirement être contrôlés a minima aux fréquences définies par l’annexe II.B. La fréquence de contrôle dépend essentiellement du volume de production d’eau potable.

Bactéries coliformes 

Les bactéries coliformes sont présentes naturellement dans les sols, la végétation et l’intestin des mammifères. Généralement non pathogènes, ces bactéries sont des indicateurs de contamination fécale. Il n’y a pas de changement sur ce paramètre.

Bactéries sulfito-réductrices et Clostridium perfringens

La recherche de bactéries sulfito-réductrices au sens large est remplacée par la recherche de Clostridium perfringens. Cette bactérie, naturellement présente dans les fèces, est beaucoup plus résistante qu’E. coli. En effet, dans sa forme sporulée, elle survit plus longtemps que les coliformes et peut résister à l’action des agents biocides. Une présence de Clostridium perfringens montre notamment un dysfonctionnement du système de filtration.

Germes totaux à 22°C et 37°C

La référence de qualité concernant le dénombrement des germes aérobies revivifiables à 37°C a été supprimée de la directive. Seule est maintenue la numération des germes totaux à 22°C à 72h. Un regard plus critique de l’évaluation de ce paramètre est demandé car il s’agira maintenant de regarder s’il n’y a pas de changement anormal de ce paramètre au cours du temps.

Coliphages somatiques

La nouvelle directive introduit le suivi des coliphages somatiques comme marqueur de contamination fécale. Jusqu’à présent, aucun paramètre virologique n’était présent. Un rapport de l’ANSES, publié en 2018, décrit notamment les coliphages somatiques comme un excellent indicateur pour évaluer l’efficacité d’un traitement contre les virus. Les coliphages somatiques sont des bactériophages capables d’infecter certaines souches-hôtes d’Escherichia coli, bactérie la plus présente dans la flore intestinale des mammifères.

Son contrôle représente une avancée sanitaire importante pour une distribution et une consommation d’eau de bonne qualité. En effet, l’eau peut être contaminée par des virus entériques humains alors que les indicateurs bactériens actuels sont négatifs. Par ailleurs, il a été démontré que ces virus sont moins sensibles aux traitements de potabilisation.

La recherche des coliphages somatiques sera obligatoire au niveau de la ressource avec une limite fixée à 50 PFU/100 ml. Si cette valeur seuil est dépassée, un contrôle devra être effectué après la filière de traitement pour évaluer son efficacité.

Legionella spp.

Un nouveau paramètre bactériologique fait son apparition : Legionella spp. Cette espèce de bactérie, pourtant très surveillée dans les réseaux d’eau chaude sanitaire n’était jusqu’à maintenant pas recherchée dans l’eau potable. Afin de mieux gérer le risque lié aux légionelles tout en limitant les coûts pour les exploitants d’eau potable, la Commission Européenne a décidé d’instaurer ce paramètre uniquement pour les réseaux de distribution intérieurs.

 

Le PGSSE (Plan de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau)

La Directive européenne 2015/1787 avait déjà introduit le principe des PGSSE sans les rendre obligatoires. La nouvelle Directive européenne 2020/2184 « Eau potable » amène une évolution pour les rendre obligatoires à moyen terme.

Il s’agit d’une approche globale visant à garantir en permanence la sécurité sanitaire de l’approvisionnement en eau potable. Pour y parvenir, une stratégie de prévention et d’anticipation des risques doit être mise en place. C’est un changement de paradigme, avec le développement d’un savoir-faire mettant en avant l’anticipation, la proactivité et l’amélioration continue.

Le PGSSE couvre toutes les étapes de l’approvisionnement en eau, du captage jusqu’au robinet du consommateur. Par ailleurs, toutes les unités de production d’eau potable doivent mettre en place ces analyses des risques.

JOURNÉE TECHNIQUE
MISE EN PLACE D’UN PGSSE
Une journée technique gratuite sur la mise en place d’un PGSSE se tiendra le mardi 29 septembre à Montpellier et le mardi 13 octobre à Amiens.
Sabine Lapouge (SAS COPE), experte dans le domaine sécurité sanitaire de l’eau potable, animera cette journée.

S’INSCRIRE

Les 3 phases de la démarche PGSSE

Basée initialement sur les 11 modules de l’OMS, la démarche de mise en place d’un PGSSE repose avant tout sur la constitution d’une équipe pluridisciplinaire dédiée au PGSSE pour sa mise en œuvre. Cette approche peut également être résumée en trois phases, comme présenté dans le webinaire tenu en mai dernier :

La première phase permet d’appréhender le système et de construire une analyse fonctionnelle de l’installation de production et distribution d’eau potable. Cette étape aboutira à la réalisation d’un plan d’échantillonnage et à un premier schéma directeur d’amélioration.

La deuxième phase correspond à la mise en place de l’analyse des dangers pour l’évaluation des risques. Celle-ci mettra en évidence les défauts qui pourraient avoir un impact défavorable sur la qualité de l’EDCH. La gravité du défaut sera évaluée en fonction des résultats des indicateurs mis en place. Pour prioriser les actions, on pourra par exemple utiliser l’indice de criticité défini ci-dessous :

 IC (indice de criticité) = G (gravité) × F (fréquence) x D (détection)

Enfin, la troisième étape consiste à définir les actions correctives à mettre en place ainsi que les indicateurs de suivi. Ces marqueurs microbiologiques permettront de lever les doutes sur une défaillance du réseau, valider l’efficacité et la pertinence des actions correctives et contrôler les opérations de maintenance.

La nécessité des contrôles de terrain

Dans ce contexte, il est nécessaire de disposer d’outils de terrain donnant des résultats rapides. Au niveau microbiologique, les techniques de traitement utilisées sont basées sur des actions de filtration/oxydation qui éliminent toute la biomasse. Disposer d’un indicateur de flore totale (pathogène et non pathogène) est donc pertinent pour contrôler l’efficacité des traitements dans le temps et dans l’espace. L’ATPmétrie quantitative, avec son résultat obtenu en 2 min, présente de nombreux avantages. En effet, elle permet de contrôler sur le terrain le niveau de la charge microbiologique globale d’une eau et de prescrire une action corrective si une dérive est observée. L’utilisation d’un tel indicateur permet de diminuer l’indice de criticité.

Les délais pour mettre en place ces analyses des risques et définir les nouveaux paramètres à suivre sont détaillés dans le tableau suivant. Si l’analyse des risques met en évidence que certains paramètres ne sont pas nécessaires, ils pourront être écartés. Seul le dénombrement des E. coli et des entérocoques doit obligatoirement être réalisé.

Délai de mise en place de la démarche PGSSE après l’entrée en vigueur de la Directive Européenne 2020/2184 et délai de renouvellement.

Délai de mise en place Renouvellement
Ressource 4 ans et demi Tous les 6 ans
Réseau de distribution  6 ans Tous les 6 ans
Réseau de distribution intérieur 6 ans Tous les 6 ans

Webinaire – Gestion microbiologique de l’EDCH : l’ATP-métrie, un indicateur d’aide à la décision

La révision de la directive européenne 98/83/CE relative à la qualité de l’eau destinée à la consommation humaine (EDCH) prévoie de rendre les PGSSE obligatoires.

Les PGSSE (Plans de Gestion de la Sécurité Sanitaire des Eaux) constituent une démarche d’amélioration continue ayant pour but de garantir en permanence une qualité microbiologique optimale. Il s’agit d’une stratégie globale visant à identifier les dangers liés à l’exploitation des systèmes de production et de distribution d’eau. Le but étant de prévenir les risques sanitaires en mettant en œuvre un plan d’actions adapté. Pour suivre les actions menés, il est indispensable de disposer de marqueurs de terrain donnant des résultats immédiats.

Au travers de ce webinaire, nous vous présentons :

  • L’ATP-métrie, outil d’autocontrôle dans un PGSSE,
  • Le principe de l’ATP-métrie DENDRIDIAG®,
  • Les performances de cet outil analytique,
  • Toutes les applications terrain pour le contrôle de l’EDCH,
  • Réponses à vos questions…

Pour aller plus loin, découvrez notre série d’articles concernant l’analyse microbiologique de l’EDCH :

Pourquoi, quand et comment rechercher les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques ?

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Retours de chantier, non conformités… Comment utiliser l’autocontrôle pour les éviter ?

Après une intervention sur le réseau (nettoyage de réservoirs, mise en service de canalisation, gestion de crise…), il est indispensable de contrôler la qualité microbiologique de l’eau. Les analyses réglementaires reposent sur la méthode culturale et ne donnent un résultat définitif que 3 jours plus tard. Souvent, il est difficile d’attendre ce résultat pour remettre en service le réseau. L’incidence d’une non conformité entraîne alors un retour de chantier, un risque sanitaire pour les usagers, une dégradation de l’image, voire des pénalités financières.

Pour limiter au maximum ces problèmes, il est nécessaire de mettre en place un outil d’autocontrôle. De plus, ce dernier est en passe de devenir obligatoire avec l’arrivée des PGSSE. Les techniques de traitement utilisées pour la gestion du réseau d’eau potable sont basées sur des actions de filtration/oxydation qui éliminent toute la biomasse. Disposer d’un indicateur de flore totale (pathogène et non pathogène) est donc pertinent pour contrôler l’efficacité de ces traitements dans le temps et dans l’espace. 

Cet indicateur doit aussi être simple, rapide, utilisable par tous. Il doit donner des résultats facilement intégrables, complémentaires aux analyses conventionnelles opérées en laboratoire agréé et aux capteurs en place (sur sites et/ou réseaux). Aujourd’hui, des autocontrôles par culture existent et présentent une bonne ergonomie mais nécessitent un temps d’incubation d’au minimum 18h, ce qui empêche toute réactivité. 

L’ATPmétrie quantitative présente de nombreux avantages. En effet, elle donne en 2 minutes sur le terrain le niveau de charge microbiologique globale d’une eau. Ainsi, l’opérateur peut prescrire une action corrective immédiate si une dérive est observée.

Cas d’étude d’une maintenance menant à une non conformité

Comparaison avec et sans autocontrôle - Remise en service après intervention
Avec autocontrôle donnant un résultat immédiat

Après l’intervention, l’opérateur effectue une analyse sur le terrain de la qualité microbiologique de l’eau. L’analyse révèle un niveau de biomasse élevé annonçant une probable non conformité des analyses réglementaires. L’opérateur réagit alors immédiatement et réalise une nouvelle procédure de nettoyage et désinfection. L’installation est ainsi sécurisée et les retours de chantier évités. Le second contrôle par ATP-métrie montre que l’installation est sous contrôle microbiologique, il peut attendre les résultats réglementaires de façon sereine.

Sans autocontrôle

L’opérateur réalise le prélèvement bactériologique mais ne peut remettre en service l’installation sans risque. Il obtient le premier résultat au plus tôt 2 jours après l’intervention. Pendant ce lapse de temps, si l’installation a été remise en service, l’eau consommée est potentiellement dangereuse. Lorsque le résultat est non conforme, il faut organiser un retour chantier suivi d’un nouveau cycle d’analyse repoussant encore d’au moins 48h la remise en service sans risque.

« Le PGSSE impose de déployer des moyens de terrain, dont les indicateurs microbiologiques pour maîtriser les risques. »

Des utilisations très variées

L’outil d’autocontrôle se montre pertinent dans de très nombreux cas, comme par exemple : 

  • Remise en service des ouvrages après une désinfection (réservoirs, usine de production…),
  • Mise en service de canalisations neuves ou après travaux,
  • Gestion de crise lors de la contamination du réseau,
  • Contrôle des eaux de rinçage pendant la désinfection (citerne, eau du réseau…),
  • Plaintes clients sur la qualité de l’eau, 
  • Enquête suite à une non conformité, 
  • Arrêts prolongés de la distribution ou production…