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Célia Martinez

Célia Martinez
In Eau potable, PGSSE

Plan de surveillance, vers l’avenir de la gestion microbiologique de l’eau potable : l’ATP-métrie en première ligne

Le Plan de Gestion de Sécurité Sanitaire de l’Eau (PGSSE) adopte une approche globale pour assurer en permanence la qualité de l’approvisionnement en eau potable. C’est un changement de paradigme majeur car il demande de  passer d’une approche curative à une approche préventive. 

Le PGSSE doit permettre : 

  • D’identifier les dangers et d’évaluer les risques sanitaires des installations de production et distribution d’eau potable (de la ressource au robinet du consommateur) ;
  • De déployer des moyens de terrain pour maîtriser ces risques ;
  • D’assurer l’efficacité des mesures en place, et de contribuer à la préservation de la santé du consommateur.

Améliorer la gestion du risque microbiologique par une stratégie axée sur la prévention et la réactivité

Le risque microbiologique est considéré comme majeur car il est de nature aiguë et peut très rapidement entraîner des crises sanitaires graves. Actuellement, la gestion de ce risque repose principalement sur des méthodes traditionnelles de culture. Cependant, celles-ci sont trop limitées en termes de réactivité en raison des délais d’obtention des résultats, rendant difficile le pilotage des installations. Cet aspect est clairement mis en évidence dans le chapitre 1, page 12, du guide de l’ASTEE (voir schéma ci-dessous).

Figure 1 – Quelques limites de la surveillance, d’après R. McKeown et D. Maison
(Initier, mettre en place, faire vivre un PGSSE – Chapitre 1 – Généralités)

Ce schéma illustre le fait qu’une restriction de consommation peut être imposée plusieurs jours après la contamination. De ce fait, une eau potentiellement contaminée est consommée pendant cette période de latence. Cet exemple confirme qu’il est essentiel de disposer d’outils offrant une réponse immédiate pour piloter son réseau et assurer en permanence la qualité de l’eau potable. 

Par ailleurs, l’ARS rappelle que le contrôle sanitaire est là pour vérifier la conformité de l’EDCH et ne doit pas être considéré comme un outil de pilotage de gestion du risque.

Dans ce contexte, l’ATP-métrie, en combinaison avec des mesures physico-chimiques et l’application Lumen, offre une solution complète répondant aux exigences du PGSSE. L’ATP-métrie est une analyse de terrain, simple, rapide et fiable, donnant une mesure objective et en temps réel de la qualité microbiologique de l’eau. A ses côtés, l’application Lumen est un véritable outil de gestion, gratuitement mis à disposition des utilisateurs de l’ATP-métrie DENDRIDIAG. 

Il permet :

  • le regroupement des données d’ATP-métrie et de physico-chimie en une seule application,
  • l’interprétation combinée de ces données, 
  • la consultation en temps réel de toutes les informations par les PRPDE et autres collaborateurs,
  • l’édition et l’envoi de rapport de façon instantanée,
  • la visualisation graphique (biosurveillance, cartographie…)

L’association de l’ATP-métrie avec des analyses physicochimiques et des outils de gestion offre aux opérateurs une solution complète pour assurer la sécurité sanitaire de l’eau potable et prévenir les risques pour la santé publique. Elle permet d’aider à la prise de décision ou à la levée de doute, et facilite la mise en place de mesures correctives appropriées.

Cet outil d’autosurveillance est le parfait complément des mesures obligatoires du contrôle sanitaire.

Comment l’ATP-métrie s’intègre aux Plans de Surveillance ?

Un outil polyvalent pour la gestion en routine du réseau

Utilisée en autosurveillance, l’ATP-métrie permet une approche proactive préconisée par les plans de surveillance du PGSSE. Les opérateurs terrain peuvent par exemple : 

  • évaluer l’efficacité des procédures de nettoyage et de désinfection des différents ouvrages,
  • détecter précocement des anomalies microbiologiques,
  • identifier les zones à risque (proche hôpitaux, rachat d’eau, interconnexions…),
  • réagir immédiatement en cas de dérive,
  • mettre en place les mesures préventives et correctives appropriées dans les plus brefs délais.

De plus, très souvent, il est difficile d’attendre les résultats des méthodes culturales. C’est par exemple le cas lors de la remise en service d’ouvrages. Que ce soit après un lavage de réservoirs, une réparation sur le réseau, le pilotage des changement de ressource ou de citernage, il est primordial d’évaluer immédiatement l’efficacité de l’intervention. L’ATP-métrie permet de sécuriser au maximum la remise en service et d’éviter les retours de chantier onéreux et chronophages. 

Cette approche préventive réduit les risques de distribution et de consommation d’eau contaminée.  

Des retours d’expérience de collectivités et délégataires :
Un outil indispensable en cas de crise 

La gestion de crise implique une grande réactivité face au risque microbiologique. Il est essentiel  de pouvoir très rapidement lever les doutes quant à l’intrusion de bactéries dans le réseau d’eau potable, que ce soit lors :

  • d’événements climatiques (sécheresse, inondation)
  • de pannes électriques, 
  • de casses réseau, 
  • de malveillances, 
  • de réclamations clients, 
  • de plan ORSEC – eau potable.

L’ATP-métrie se révèle être un atout majeur dans ces situations de crise de par sa réactivité et son flexibilité. En tant qu’outil de terrain, il est simple à utiliser, ne requiert aucune source d’énergie et utilise des réactifs stables. De plus, il ne nécessite pas de connaissances techniques avancées, ce qui le rend facilement déployable dans des conditions exceptionnelles.

Cet outil permet dans un premier temps d’évaluer immédiatement le niveau de risque et de piloter la prise rapide de décision, puis, dans un second temps de contrôler l’impact des actions correctives mises en place. 

L’ATP-métrie DENDRIDIAG a déjà fait ses preuves en tant qu’outil de gestion de crise lors de la sécheresse de l’été 2022. Découvrez les retours d’expérience en vidéo.

Comment l’ATP-métrie réduit le risque résiduel de l’analyse des dangers ?

Le PGSSE demande de réaliser une étude de dangers sur l’ensemble du système de production et de distribution de l’eau. Dans un premier temps, le risque initial est calculé. Il correspond au risque intrinsèque, inhérent à l’installation et tient compte de la gravité et de la fréquence du danger.

Figure 2 – Calcul du risque initial
(Initier, mettre en place, faire vivre un PGSSE – Chapitre 3 – Page 62)

La cotation de ce risque donne lieu à une classification du risque (faible, moyen ou important). Dès lors que ce risque initial est jugé moyen ou important, il est indispensable de le gérer. 

Comme mentionné précédemment, le risque microbiologique est considéré comme aigu, ce qui entraîne automatiquement une cotation de gravité du danger à 16. Cela signifie qu’il présente un risque initial important, quelle que soit sa fréquence. De plus, c’est un risque omniprésent dans le domaine de l’EDCH.

Pour prévenir ou éliminer ce danger, des mesures de maîtrise sont mises en place. Elles sont prises en compte pour qualifier la gravité réelle de ce risque, et ainsi calculer le “risque résiduel”.

Figure 3 – Calcul du risque résiduel
(Initier, mettre en place, faire vivre un PGSSE – Chapitre 3 – Page 65)

Dans cette approche, l’ATP-métrie couplée à l’application Lumen fait grandement chuter ce risque résiduel en permettant : 

  • soit de rendre compte du risque microbiologique immédiatement,
  • soit d’évaluer l’efficacité des contre-mesures.

En voici un exemple :

Tableau 1 – Intégration de l’ATP-métrie dans l’évaluation des dangers

Célia Martinez
In Contrôle microbiologique, Page IW process

Maitrisez vos problèmes microbiologiques en papeterie !

Grande consommatrice d’eau, l’industrie du papier a su s’adapter en réutilisant ses eaux industrielles. Cependant, elle fait face à des problèmes microbiologiques importants ayant plusieurs conséquences directes ou indirectes : qualité du produit fini, sécurité microbiologique du produit,  soucis environnementaux, sécurité du personnel… 
Comment faire face à ces problèmes ? Quelles solutions s’offrent à l’industrie papetière ?

Les problèmes rencontrés par l’industrie papetière

L’industrie du papier est une grande consommatrice d’eau. La quantité d’eau nécessaire pour fabriquer 1 kg de papier est estimée à 500 litres [1]. Dans un souci environnemental, tant face à la raréfaction de la ressource que pour mieux maîtriser ses rejets, l’industrie papetière a dû s’adapter. Aujourd’hui, 95% à 98% de l’eau utilisée en papeterie sont recyclées en interne [2]. Cependant, le bouclage des circuits accentue les problèmes microbiologiques. 

En effet, les microorganismes tels que les bactéries, levures ou champignons, trouvent dans le processus papetier un terrain idéal pour se développer très rapidement. Les nombreux types de substances nutritives, les MES, la température allant de 30 à 60°C, le pH neutre (6,5 à 7,5) et autres, sont autant de facteurs favorables au développement microbien. 

Or, lorsque les micro-organismes se développent de manière incontrôlée, ils forment des biofilms (ou slime) qui adhèrent aux machines. Ce biofilm s’accumule et est relargué dans le produit causant de nombreux effets néfastes :

  • Affaiblissement de la feuille de papier induisant des cassures : les slimes tombent dans la bande de papier, laissant des trous après le processus de séchage. Cette pollution diminue la solidité du papier et conduit à des cassures, ainsi qu’à des temps d’arrêt coûteux. 
  • Tâche ou coloration indésirable de la pâte : suivant les microorganismes présents, des tâches grises, jaunes ou oranges par exemple vont apparaitre sur le papier. Ces défauts diminuent la valeur du produit, et peuvent même le rendre invendable.
  • Mauvaises odeurs : les microorganismes produisent des gaz nauséabonds entraînant des problèmes de bien-être au travail, de santé et de plaintes du voisinage.
  • Corrosion microbiologique : le développement de bactéries corrosives (bactéries sulfito-réductrices par exemple) endommagent les réseaux et induisent des coûts importants de maintenance.

 

Des solutions curatives en place 

Pour prévenir et/ou remédier à ces problèmes, les exploitants de process papetier ont recours à de lourds traitements ayant des répercussions importantes sur l’environnement. Les deux principaux moyens d’actions curatifs sont :

  • le nettoyage des circuits grâce à des produits biodispersants suivi d’une vidange total du réseau,
  • la désinfection avec des produits biocides souvent néfastes pour l’environnement.

 

Méthode d’action Conséquences
Nettoyage Déversement de bactéries filamenteuses dans les stations d’épuration
Un développement trop important de bactéries filamenteuses conduit à des phénomènes de foisonnement qui affectent la décantation des boues. La qualité de l’effluent rejeté est dégradée. 
Déversement de biodispersants dans les stations d’épuration
En grande quantité, ces produits sont difficiles à éliminer et/ou à neutraliser. Leur rejet dans le milieu naturel peut causer des problèmes environnementaux. 
Désinfection Déversement de biocide dans les stations d’épuration
Difficiles à éliminer totalement, des substances biocides sont rejetées dans le milieu naturel. causant également des problèmes environnementaux. 
Résiduel dans les brouillards qui enveloppent la machine

Risque sanitaire (légionellose) pour les employés travaillant dans l’usine de fabrication.
Coût économique important en produit biocide pour l’entreprise

 

Maîtriser l’utilisation des produits de traitement, c’est possible !

L’utilisation de produits de traitement reste indispensable, tant pour assurer une production de bonne qualité que pour garantir la sécurité des opérateurs et du client final. Cependant, il paraît nécessaire de maîtriser la quantité de produits utilisés pour limiter les rejets d’agents toxiques dans l’environnement.

Une solution pour diminuer la quantité de produits est de prévenir les développements de biofilm en amont. En surveillant le réseau d’eau de manière régulière, l’exploitant peut anticiper les dérives microbiologiques et donc l’accumulation de biofilm et le relargage de celui-ci dans le produit. Dans ce cadre, disposer d’un indicateur de flore totale apparaît comme pertinent. L’ATP-métrie quantitative donne en 2 minutes sur le terrain le niveau de charge microbiologique globale d’une eau. Elle offre donc à l’exploitant la possibilité d’agir avant l’apparition de défauts sur le produit fini.

L’ATP-métrie permet entre autres :

  • d’identifier des éléments du process sources de contamination ou de développement de micro-organismes pour mieux cibler les traitements antimicrobiens,
  • d’évaluer l’efficacité des traitements biocides déjà en place,
  • d’améliorer l’efficacité des traitements par un meilleur choix de la molécule active, des points et des fréquences d’injection,
  • d’anticiper une dérive microbiologique.

L’ATP-métrie apporte donc de nombreux avantages : 

  • Diminution des défauts de production.
  • Diminution des arrêts d’installation.
  • Limitation de l’usage de produits toxiques pour l’environnement pour une gestion écoresponsable des produits biocides et biodispesants : n’injectez que ce dont vous avez besoin !
  • Economies en produit de traitement.
Célia Martinez
In ATP-métrie

ATP libre vs ATP intracellulaire

Détection des bactéries par

ATP-métrie, 40 ans d’évolution

Qu’est-ce que l’ATP ?

L’adénosine triphosphate (ATP) est une molécule utilisée chez tous les organismes vivants pour fournir de l’énergie aux réactions métaboliques. C’est le carburant des cellules. L’ATP étant spécifique des milieux vivants, on considère donc que toute trace d’ATP est le témoin d’une trace de vie.
L’ATP-métrie est une technique permettant de détecter la présence d’ATP dans un échantillon en quelques minutes seulement.
On trouve l’ATP sous deux formes :

  • l’ATP libre ou extracellulaire,
  • l’ATP intracellulaire.
Molécule ATP
ATP libre et ATP intracellulaire
L’ATP libre

Il s’agit de l’ATP libérée par les cellules mortes ou en phase de lyse. Lorsqu’une cellule meurt, elle perd son intégrité membranaire. L’ATP, molécule de très petite taille, est immédiatement relarguée dans le milieu.

N’étant pas très stable sous forme libre, elle est généralement dégradée en quelques heures. Sa stabilité est fonction de nombreux paramètres :

  • Le pH : l’ATP libre est stable à pH neutre mais sa vitesse de dégradation augmente rapidement à des pH acide ou basique.
  • La température : la vitesse de dégradation augmente avec la température. Plutôt stable à 4°C, elle se dégrade plus rapidement à 25-30°C.
  • La présence d’agents stabilisant : tels que les polycations et/ou certains cations.
  • Le type de biocide utilisé : les agents oxydants tels que le chlore ou le brome dégradent rapidement l’ATP libre alors que les agents non oxydants ont peu d’effet.
  • La présence d’autres microorganismes : certains sont capables de récupérer l’ATP libre pour l’utiliser.

La stabilité de l’ATP libre dans un milieu est donc difficile à prévoir car elle dépend d’une combinaison de ces différents facteurs. En effet, si le milieu permet une bonne stabilité de la molécule d’ATP libre il y aura un phénomène d’accumulation. En revanche, si l’environnement est défavorable, l’ATP libre disparaîtra très rapidement.

L’ATP intracellulaire

Il s’agit de l’ATP présent dans les cellules vivantes. Comme évoqué précédemment, cette molécule joue le rôle d’intermédiaire énergétique indispensable à la cellule. C’est une molécule recyclée en permanence dans la cellule, mais sa production s’arrête immédiatement à la mort de la cellule.

L’ATP totale correspond à l’addition de l’ATP intracellulaire et de l’ATP libre. Pour le mesurer, on utilise des agents de lyse qui vont détruire les cellules et extraire l’ATP. La mesure se fait alors sur l’ATP intracellulaire libéré et l’ATP libre.

Pour évaluer la quantité de microorganismes présents dans un échantillon, il nous faut donc mesurer seulement l’ATP intracellulaire.

“ATP totale – ATP libre = ATP intracellulaire”

Une approche risquée…

Comment mesurer l’ATP intracellulaire ?

Afin de la quantifier, deux techniques ont été développées : une mesure indirecte et une mesure directe.

La mesure indirecte :

La première technique ayant été développée est la mesure indirecte de l’ATP intracellulaire. On se base sur le postulat :

ATP totale – ATP libre = ATP intracellulaire

On mesure donc l’ATP totale et l’ATP libre pour en déduire l’ATP intracellulaire.

  • Mesure de l’ATP libre : elle est mesurée par bioluminescence en absence d’agent lytique. Ainsi, seule l’ATP extracellulaire est disponible pour la réaction de bioluminescence. Cependant, comme on l’a décrit précédemment, la quantité d’ATP libre dans un milieu peut être très variable et dépend de nombreux facteurs. Elle n’est pas représentative de la quantité de micro-organismes dans l’échantillon. Il y a, de ce fait, une forte incertitude de mesure sur l’ATP libre.
  • Mesure de l’ATP totale : elle est mesurée par bioluminescence en présence d’agents lytiques qui détruisent les cellules. L’ATP intracellulaire est libérée et se cumule alors à l’ATP libre pour la réaction de bioluminescence. Les volumes d’échantillon étant généralement faibles (environ 100 µl), la présence de fragments de biofilm peut fortement modifier le résultat.

Ainsi, avec cette stratégie, la mesure de l’ATP intracellulaire repose sur la soustraction de deux mesures incertaines, ce qui rend le résultat approximatif, voire erroné.

L’autre problème réside dans le caractère relatif de la mesure d’ATP libre ou totale. En effet, le résultat rendu par le luminomètre est en Unité Relative de Lumière (RLU). Or, dans cette approche indirecte, il n’y a pas de standardisation de la mesure. Elle est donc dépendante de nombreux facteurs agissant sur l’efficacité de l’enzyme (température, âge de l’enzyme, effet des agents de lyse, des biocides…).

Le fait de travailler sur des mesures seulement qualitatives entraîne de grandes approximations. Il arrive même d’obtenir une quantité d’ATP libre supérieure à l’ATP totale pour certains échantillons !

En conclusion, la mesure de l’ATP intracellulaire par cette approche est une méthode simple et rapide. Cependant, de par les problématiques évoquées ci-dessus, entrainant de fortes variabilités, le résultat peut s’avérer très difficile à interpréter. Il doit donc être pris avec précaution pour éviter les surinterprétations.

Mesure de l’ATP intracellulaire directe

Pour mesurer directement l’ATP intracellulaire, il faut ajouter une étape de filtration sur membrane qui permet d’éliminer l’ATP libre. En effet, cette molécule étant très petite, elle n’est pas retenue sur le filtre alors que les microorganismes intacts le sont.

La stratégie consiste ensuite à lyser les microorganismes retenus sur le filtre afin de libérer l’ATP intracellulaire. On a alors une vision représentative des organismes vivants présents dans l’échantillon.

Par ailleurs, cette stratégie a aussi l’avantage de travailler sur un volume représentatif d’eau, entre 10 et 50 ml en général.

Bien que nécessitant un peu plus de manipulation, cette approche, couplée à une standardisation, permet d’avoir une analyse quantitative bien plus robuste et facilement comparable dans l’espace et dans le temps.

Conclusion

L’ATP-métrie est une des méthodes les plus rapides et simples pour détecter la présence de microorganismes dans un échantillon d’eau. Cette analyse, vieille de 40 ans, a bien évidemment évolué au cours du temps.

Evolution ATP-métrie

Au départ, seule l’ATP totale était détectée de manière qualitative. Puis, grâce à la mesure de l’ATP libre, il a été possible d’évaluer l’origine intracellulaire ou non de cette ATP et donc de détecter les « microorganismes vivants ». Cependant, dû aux fortes variabilités, l’interprétation des résultats restait souvent compliquée. Puis, il y a 15 ans, les approches par filtration ont permis de réellement s’affranchir des problèmes liés à l’ATP libre pour n’analyser que l’ATP intracellulaire. Enfin, l’arrivée de la standardisation externe puis interne a permis de rendre cette mesure quantitative, et donc robuste et comparable dans le temps et ou dans l’espace donnant toute sa pertinence à l’ATP-métrie.

Célia Martinez
In Contrôle microbiologique, Eau potable

Détection d’E. coli, pas si simple de s’y retrouver !

Pourquoi recherche-t-on E. coli?

Escherichia coli (E. coli) est une bactérie intestinale Gram négative qui réside dans le tube digestif de l’Homme et des animaux à sang chaud. Composée de plus de 150 sérogroupes différents, la grande majorité des E. coli sont inoffensives. Cependant, quelques-unes sont pathogènes pour l’Homme (Source : Institut Pasteur). C’est le cas des souches dites entérohémorragiques (ECEH). Ces dernières provoquent des diarrhées sanglantes et produisent une puissante toxine à l’origine du syndrome hémolytique et urémique (SHU).

A l’exception de ces quelques souches pathogènes, E. coli fait partie de la flore commensale de l’Homme. Elle peut même représenter jusqu’à 80% de la biomasse intestinale. En revanche, E. coli n’est pas une souche naturelle de l’environnement. La retrouver dans un échantillon d’eau signifie que celui-ci a été en contact avec des matières fécales et est donc très potentiellement contaminé par d’autres micro-organismes pathogènes pour l’homme. E. coli a donc tout logiquement été utilisée comme indicateur de contamination fécale dans l’eau potable. Ce paramètre est une limite de qualité définie dans la Directive Européenne 2020/2184. Elle doit être égale à 0 UFC dans 100 ml. A partir de 1 colonie sur une boîte de pétri, l’échantillon est positif.

La Loi de Poisson

Cette loi de probabilité s’applique aux événements rares et est fréquemment utilisée pour les contrôles de qualité. Elle est parfaitement adaptée au dénombrement des E. coli dans l’eau potable qui demande la détection de 1 UFC dans 100 ml. La Loi de Poisson permet entre autres d’expliquer des résultats négatifs au milieu de résultats positifs pour un même échantillon.

Exemple :
On contamine un échantillon d’eau de 10 litres avec 100 UFC d’E. coli (soit 1 UFC/100ml). En réalisant 100 analyses de 100 ml d’eau, d’après la Loi de Poisson, nous obtiendrons théoriquement :

  • 36% d’échantillons négatifs, 
  • 36% d’échantillons contenant 1 UFC/100 ml, 
  • 18% d’échantillons avec 2 UFC/100 ml,
  • 10% d’échantillons avec 3 UFC/100 ml ou plus. 

Ainsi, malgré un échantillon d’eau positif, il est très probable d’obtenir un résultat négatif. Cette distribution asymétrique est particulièrement marquée pour un nombre d’événement faible (< 5). Au-dessus de 5 événements, la distribution se rapproche de la loi normale.
Cette distribution asymétrique s’explique entre autres par la variabilité du prélèvement et la répartition non homogène des microorganismes dans l’eau.

Tout cela rend difficile la quantification de moins de 5 événements, et peut expliquer l’alternance de résultats positifs/négatifs sur un même échantillon.

Pourquoi utiliser un indicateur de contamination fécale ?

L’eau véhicule de très nombreux pathogènes pour l’eau. De ce fait, il est impossible de tous les rechercher à chaque analyse. La présence de ces pathogènes est très souvent associée à la contamination par des matières fécales. C’est pour cette raison qu’il a été décidé de travailler sur des indicateurs. La bactérie E. coli, bien connue, se multiplie rapidement ce qui la rend plus simple à identifier par rapport à d’autres indicateurs ou microorganismes pathogènes spécifiques (Santé Canada, 2012 ; WHO, 2011).

 

Quelles normes pour le dénombrement des coliformes et des E. coli dans l’eau potable ?

La recherche et le dénombrement des bactéries Escherichia coli (E. coli) et des bactéries coliformes dans les eaux destinées à la consommation humaine (EDCH) doit se faire selon la norme ISO 9308-1. Jusqu’en 2014, la recherche des E. coli et des bactéries coliformes était basée sur la norme éditée en 2000 comprenant une filtration des eaux à analyser sur membrane, suivie d’une mise en culture sur une gélose de différenciation lactosée TTC (Chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium). La confirmation de la présence d’E. coli s’effectue via sa capacité à produire de l’indole après une phase d’incubation de 24h à 44°C dans un bouillon tryptophane. La réaction de l’indole avec le réactif de Kovac donne une coloration rouge aux colonies.

En 2014, la révision de l’ISO 9308-1 propose une modification importante du principe analytique. En effet, dans cette nouvelle version, les bactéries coliformes et les E. coli sont caractérisées par la présence d’activités enzymatiques caractéristiques. Il s’agit des activités β-D-galactosidase et β-D-glucuronidase respectivement, avec une mise en évidence sur milieu gélosé CCA (Chromogenic Coliform Agar). Les bactéries sont identifiées grâce à l’apparition d’une coloration de la colonie : coloration rose à saumon pour les coliformes et coloration bleue à violette pour les E. coli. Attention, ces couleurs caractéristiques peuvent changer d’un fabricant à l’autre.

« Les deux méthodes ne sont pas équivalentes pour le dénombrement des bactéries E. coli dans les eaux d’alimentation. »*

Alors que la norme ISO 9308-1 (2014) devait totalement remplacer la version de 2000, un rapport de l’ANSES (2018), mandaté par l’État, fait état de plusieurs déviations entre les deux approches. Leurs travaux montrent un risque de déclarer injustement des résultats non conformes ou de sous-estimer un risque sanitaire avec l’ISO 9308-1 (2014). L’ANSES demande donc de faire évoluer le protocole décrit dans l’ISO 9308-1 (2014) de manière à fiabiliser les dénombrements. Par ailleurs, certaines souches d’E. coli telles qu’Escherichia coli O157 (ex : O157:H7 entérohémorragique) sont négatives à la β-D-glucuronidase. Étant par contre positives à la β-D-galactosidase, elles sont considérées comme des bactéries coliformes sur les géloses CCA.

Dès lors, la France fait coexister l’existence des deux versions de la norme. Il est possible de faire ses analyses selon la version 2014 sous accréditation COFRAC, mais l’ARS demande que les analyses réglementaires du contrôle sanitaire de l’EDCH soient réalisées selon la version de 2000.

*Rapport d’appui scientifique et technique, Septembre 2018, ANSES

Ce que l’ATP-métrie peut vous apporter

Un problème demeure quant au dénombrement des bactéries E. coli et des coliformes : le temps d’obtention des résultats. En effet, en accumulant le transport des échantillons, le temps d’incubation et le délai de traitement des résultats, il est très fréquent d’avoir le résultat d’analyse par un laboratoire accrédité 48h à 72h après le prélèvement. Or, les exploitants ont besoin d’outils rapides permettant de contrôler in-situ la qualité microbiologique de l’eau afin de réagir en temps réel face à un risque de contamination.  Des méthodes alternatives telles que le Colilert d’Idexx existent. Réalisable par l’exploitant, quantitatif, et sans besoin de confirmation des colonies, il est plus rapide que la méthode traditionnelle. Cependant, elle nécessite quand même 18h d’incubation et un petit laboratoire.

Face à ce besoin de réactivité et de méthode de terrain, l’ATP-métrie quantitative DENDRIDIAG prend tout son sens. Aisément manu-portable et très simple d’utilisation, l’ATP-métrie donne le résultat en moins de 2 minutes au pied de la canalisation.

« Une méthode pour décider et agir en temps réel sur le terrain »

Les modes de désinfection utilisés étant non sélectifs, ils éliminent l’ensemble de la biomasse. L’ATPmétrie quantitative mesure la biomasse vivante totale et valide donc l’efficacité des traitements. Cet outil diagnostic permet à l’opérateur de statuer immédiatement sur l’efficacité d’une désinfection ou la nécessité d’une action corrective. 

Une webapp disponible gratuitement sur smartphone donne une interprétation claire et qualifiée du résultat. En plus de la mesure microbiologique, elle intègre les paramètres physico-chimiques et donne ainsi une analyse combinatoire très robuste. Lorsque le résultat apparaît conforme cela signifie que le traitement est efficace et que le risque d’avoir une analyse E. coli ou entéro positive est minime.

Ainsi, cet outil d’aide à la décision sécurise et rassure l’exploitant avant une analyse réglementaire tout en lui évitant des retours de chantier coûteux. Cette approche est aussi particulièrement efficace lors d’une gestion de crise. 
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Célia Martinez
In Contrôle microbiologique, Eau potable

Pourquoi, quand et comment rechercher les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques ?

Indicateurs viraux, paramètres désormais intégrés dans la réglementation

La réglementation européenne a introduit le suivi des coliphages pour contrôler la qualité virologique de l’eau potable et de l’eau issue des procédés de REUT.

Pour le contrôle de l’eau potable, seule la recherche des coliphages somatiques est demandée par la Directive UE 2020/2184. C’est la première fois qu’un paramètre virologique est introduit dans le domaine de la potabilisation. Il doit être recherché dans la ressource et s’il est détecté, l’opérateur doit montrer son élimination en sortie de filière de traitement.

Dans le cadre de la REUT, ce sont les coliphages totaux qui sont recherchés, c’est-à-dire à la fois les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques (Règlement UE 2020/741). Déjà demandé par l’arrêté du 2 août 2010, ce paramètre est désormais requis pour l’utilisation de l’eau destinée à l’irrigation de cultures vivrières consommées crues dont la partie comestible est en contact direct avec l’eau de récupération et les plantes sarclées consommées crues.

La recherche des coliphages somatiques et des bactériophages ARN F-spécifiques est utilisée pour évaluer l’efficacité de traitement des usines de potabilisation et des usines de traitement des eaux usées.

Pour en savoir plus sur les coliphages somatiques, consultez cet article.

Des indicateurs pour la lutte contre le covid-19

Dans le cadre de la lutte contre le SARS-CoV-2, l’ANSES a été saisie par le Ministère de la Transition écologique. L’agence doit évaluer deux virus, les bactériophages ARN F-spécifiques et les coliphages somatiques, pour suivre l’abattement du SARS-CoV-2 dans les eaux usées et les boues¹.

Les seuils retenus :
  Virus analysés Valeur seuil

Avant traitement

 Valeur seuil

Après traitement
Eau potable Coliphages somatiques inf. à 50 PFU/ 100 ml 0 / 100 ml
REUT Coliphages totaux* – 6 LOG d’abattement**

*Si l’analyse des coliphages totaux est impossible, au moins l’un d’entre eux (les coliphages F-spécifiques ou les coliphages somatiques) doit être analysé.
**Si les virus ne sont pas présents en quantité suffisante dans les eaux usées brutes pour parvenir à une réduction de 6 LOG, l’absence de cet indicateur dans l’eau traitée signifie que les exigences de validation sont satisfaites.

Les seuils établis par la réglementation imposent donc aux laboratoires d’analyses de disposer d’une méthode de concentration de l’échantillon.

Sur quelles normes s’appuyer pour l’analyse ? 

Les normes ISO 10705-1 et 10705-2 décrivent la méthode de détection des bactériophages ARN F-spécifiques et des coliphages somatiques respectivement. La détection se fait par comptage des plages de lyse sur gélose en double couche. Avec cette méthode, il est possible d’analyser jusqu’à 5 ml d’échantillon sur une même boîte. Ainsi, en inoculant 20 boîtes en parallèle, il est possible de détecter un virus dans 100 ml. Cependant, cette méthode est longue, fastidieuse, coûteuse en matériel et donc non adaptée à une analyse en routine.

La norme ISO 10705-3 propose donc plusieurs méthodes de concentration de ces virus, détaillées dans le tableau ci-dessous. Chaque laboratoire doit mettre en place et valider sa méthode selon les critères donnés dans la norme.

Les méthodes de concentration selon l’ISO 10705-3

Méthode Principe Les + Les – 
Adsorption/ élution 

Adsorption des virus sur un support via des interactions électrostatiques.

Elution dans 10-15 ml ou 500-1000 ml puis ultrafiltration pour reconcentrer.

Recommandé pour des échantillons de 10 à 100 litres.
  • Simple
  • Hauts rendements 
  • Investissement matériel élevé
  • Consommables chers
  • Colmatage
  • Faible reproductibilité
Floculation

Floculation des virus à l’aide de Mg(OH)2.

Elution dans 30 ml.

Recommandé pour des échantillons de 100 ml à 1 L avec une turbidité > 2 NTU.
  • Peu coûteux
  • Efficace pour les échantillons turbides
  • Temps de main d’oeuvre élevé
  • Utilisation de produits chimiques
  • Faible reproductibilité
Filtration sur membrane

Concentration des virus sur un support

Elution dans un volume < 5 ml.

Recommandé pour des échantillons de 100 ml à 1 L avec une turbidité < 2 NTU.
  • Temps de main d’oeuvre réduit
  • Simple
  • Reproductible
  • Rendements impactés par la vitesse de filtration
  • Peu de références de filtres disponibles

La filtration sur membrane est parfaitement adaptée à l’analyse de l’eau obtenue après traitement (REUT ou potabilisation). En effet, la concentration de 100 ml à 1 litre d’échantillon est suffisante pour atteindre les performances demandées. Par ailleurs, le traitement garantit généralement une bonne qualité d’eau avec un taux de matière en suspension et une turbidité faibles, rendant possible la filtration d’un litre d’eau sans problème de colmatage.

Ainsi, la filtration sur membrane s’avère être le meilleur compromis alliant simplicité, rapidité et performances.

La filtration sur membrane

Le principe repose sur la concentration de 100 ml à 1 litre d’échantillon d’eau sur une membrane spécifique ayant une affinité pour les virus recherchés. Ceux-ci sont ensuite élués dans une solution assurant la conservation de leur intégrité et de leur infectiosité. Le volume d’éluat (5 ml) ainsi que la membrane filtrante sont alors déposés en gélose double couche (10705-1 et -2) pour analyser l’intégralité de l’échantillon.

C’est ce que propose le kit VIRAPREP® , une méthode clé en main pour concentrer les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques. Ce kit, qui répond intégralement aux exigences de la norme ISO 10705-3, permet de limiter l’analyse à l’ensemencement de deux ou trois boîtes.

Plusieurs laboratoires d’analyses ont obtenu l’accréditation COFRAC avec le VIRAPREP® comme méthode de concentration.

Célia Martinez
In ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable

L’ATP-métrie : un indicateur prédictif des non-conformités bactériologiques des eaux

Les milieux HPC (Heterotrophic Plate Count) tels que le YEA, PCA ou R2A, couramment utilisés pour dénombrer les bactéries environnementales (ex : germes revivifiables à 22°C ou à 36°C), détectent moins de 1% de la flore totale (OMS, 2003). En effet, une large proportion des bactéries ne peut se multiplier sur ces milieux. C’est par exemple le cas des :

  • Bactéries anaérobies (stricts ou tolérants) : la présence d’oxygène ralentit ou inhibe leur croissance.
  • Bactéries nécessitant une température spécifique pour cultiver tels les psychrophiles (faible température) ou les thermophiles (hautes températures).
  • Germes nécessitant un environnement spécifique tel que les acidophiles (milieu très acide) ou les halophiles (haute salinité).
  • Germes ayant besoin d’éléments spécifiques comme des acides aminés rares, sucres complexes, vitamines, cations…
  • Bactéries incultivables dont la culture est impossible avec les techniques traditionnelles.

Représentation de la flore bactérienne totale

  • Bactéries VBNC (viables mais non cultivables) qui ont perdu leur cultivabilité de façon transitoire suite à un stress. L’utilisation de biocide, les traitements physiques (ex : UV) ou la modification des paramètres environnementaux (température, pH…) peuvent être à l’origine de cet état.

De plus, pour être détectée par l’œil du technicien, la bactérie doit être capable de former une colonie. C’est-à-dire passer d’une à plusieurs millions dans le temps de culture imparti. Cela implique une phase de latence courte et une vitesse de multiplication suffisamment rapide, paramètres dépendants notamment de la température d’incubation et du milieu utilisé.

En fin de compte, sur les milieux classiquement utilisés pour le contrôle des eaux, on ne détecte que la flore mésophile aérobie capable de cultiver entre 20°C et 45°C, dans le temps donné, et pour qui les éléments nutritifs du milieu sont adaptés.
Parler de « flore totale » par culture est une aberration !

Chaque milieu de culture en fonction des conditions choisies, ne va détecter qu’une fraction des bactéries.
Il faut donc parler de flore cultivable en indiquant le milieu de culture, la température et le temps d’incubation choisis.

Exemple de développement bactérien suivi par culture et par ATP-métrie

L’ATP-métrie, quant à elle, détecte l’ensemble de la flore bactérienne vivante en s’affranchissant du caractère cultivable. L’ATP-métrie permet ainsi de détecter les bactéries cultivables et non-cultivables. Pour ces différentes raisons, il est fréquent d’observer une augmentation de la flore totale par ATP-métrie bien avant l’apparition des colonies sur un milieu de culture.

L’ATP-métrie est un indicateur précoce d’une contamination microbiologique.
Kit d'ATP-métrie pour eau industrielleKit d'ATP-métrie pour eau industrielle
Kit d'ATP-métrie pour eau potableKit d'ATP-métrie pour eau potable
Célia Martinez
In ATP-métrie, Contrôle microbiologique, Eau potable

Comment évaluer l’efficacité d’un traitement UV par ATP-métrie ?

Le traitement UV

Principe de fonctionnement

La désinfection par UV est aujourd’hui régulièrement utilisée pour le traitement de l’eau potable. Les UV agissent sur les acides nucléiques (ADN/ARN) de la plupart des cellules (bactéries, virus, protozoaires…). Ils endommagent le matériel génétique des microorganismes les empêchant alors de se reproduire et/ou d’assurer une partie de leur fonction métabolique. On parle d’inactivation du microorganisme.

Suivant le type de microorganisme et de son état physiologique, l’inactivation aura un effet bactéricide entraînant la mort de la cellule, ou un effet bactériostatique qui entraîne un arrêt de la croissance de manière transitoire le temps que ce dernier répare son matériel génétique. Si l’UV est suffisamment puissant, il peut altérer l’intégrité membranaire entraînant la lyse immédiate de la cellule. 

Doses UV ou fluence

Cependant, les doses nécessaires varient d’un microorganisme à un autre. La dose UV ou “fluence” est le paramètre essentiel pour dimensionner une installation UV. Elle correspond au résultat de l’intensité d’émission de la lampe multipliée par le temps de contact, celui-ci étant directement dépendant du débit pour une installation hydraulique.

Le graphique ci-dessous représente l’efficacité de différentes puissances de réacteurs en fonction du débit de passage de l’eau. Les mesures sont effectuées 2h après le traitement grâce au kit d’ATP-métrie DENDRIDIAG® SW. Le graphique montre bien l’effet du débit sur la qualité du traitement UV. 

D’après la bibliographie, pour avoir une bonne efficacité sur l’ensemble des microorganismes, la dose UV doit être a minima de 40 mJ/cm². Généralement, les UV-C sont utilisés pour le traitement à une longueur d’onde de 254 nm.

Par ailleurs, plusieurs paramètres jouent sur l’efficacité du traitement UV :

  • la transmittance de l’eau,
  • la turbidité,
  • la teneur en matière organique,
  • la couleur,
  • l’encrassement des lampes (teneur en fer et en manganèse de l’eau, entartrage,… ),
  • l’épaisseur de la lame d’eau,
  • le vieillissement des lampes…

Contrairement à un traitement biocide tel que le chlore, l’UV n’a pas d’effet de rémanence. Si le matériel génétique est peu endommagé, les microorganismes ont la capacité de le réparer et peuvent alors se multiplier à nouveau. Il faut donc éviter de stocker une eau désinfectée aux UV au risque de voir l’apparition d’un développement bactérien important. Le traitement UV montre toute sa pertinence lorsqu’il est utilisé :

  • au point d’usage,
  • en complément d’autres traitements (potentialisation),
  • sur une eau très peu contaminée.

La mesure de l’efficacité du traitement UV par ATP-métrie

L’ATP-métrie quantitative mesure la quantité d’ATP présente dans les microorganismes. Il s’agit d’une mesure de la flore totale. 

Après une désinfection UV, on peut observer 3 scénarios par la mesure ATP :

  • Abattement immédiat : le réacteur UV détruit immédiatement les cellules qui libèrent leur ATP dans le milieu. L’étape de filtration sur membrane élimine alors l’ATP libre. 
  • Abattement observé 2h après le traitement : l’UV a efficacement endommagé les cellules mais n’a pas altéré leur intégrité membranaire. De ce fait, l’étape de filtration ne permet pas de les éliminer. Il est alors nécessaire d’attendre 2h que les cellules soient détruites pour observer l’effet bactéricide du traitement. 
  • Pas d’abattement observé 2h après traitement : l’UV n’a pas ou peu d’effet bactéricide. Il est alors important d’évaluer l’effet bactériostatique du réacteur. En effet, il y a un risque important de recroissance des bactéries. Si l’effet bactériostatique est démontrée, il est possible d’utiliser l’eau produite rapidement, sans étape de stockage.
Comment vérifier l’effet bactériostatique des UV ?

Suite à un traitement UV, prélever un litre d’eau traitée et effectuer une mesure d’ATP-métrie sur l’échantillon après 2h, puis toutes les 24h pendant 3 à 4 jours. Cette étude permettra d’observer l’évolution de la biomasse dans le temps comme le montre la figure ci-contre.

Attention, en culture, cet effet bactériostatique peut être confondu avec l’effet bactéricide. En effet, il entraîne une augmentation du temps de latence et donc une diminution ou une absence des GT22. 

Dans le cas où le traitement UV n’est pas satisfaisant, plusieurs options sont envisageables : 

  • augmenter la puissance de la lampe UV,
  • diminuer le débit de passage de l’eau, 
  • vérifier l’état des lampes ou l’encrassement des quartz, 
  • évaluer la transmittance de l’eau…

Schématisation de comportements de la biomasse après un traitement UV

Célia Martinez
In Actualités, Legionella

Nouvelle réglementation des installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées, quelles mesures mettre en place ?

Contexte

En décembre 2019, 24 cas de légionelloses ont été détectés dans l’ouest de Strasbourg causant 2 décès. Selon les résultats de l’enquête, le condenseur par voie humide d’une chaufferie collective serait à l’origine de ces contaminations.

Selon leur mode de fonctionnement et ainsi que leur conception, les installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées peuvent présenter un risque de prolifération des légionelles et leur dispersion dans l’environnement.

Afin de prendre en compte le risque Legionella lié à l’exploitation de ces installations, le ministère a décidé d’intégrer ces équipements à la rubrique 2921 des ICPE au même titre que les tours aéroréfrigérantes. L’arrêté du 23 juillet 2021 brosse le portrait des évolutions réglementaires et leur application.

A partir du 1er septembre 2021 et progressivement jusqu’en janvier 2025, l’arrêté du 14 décembre 2013 relatif aux installations soumises à déclaration sous contrôle s’appliquera aux condenseurs par voie humide.

 

Quelles mesures devront être mises en place ?

 

Concrètement, qu’est-ce que cela implique pour les exploitants de telles installations ?

Nous vous dressons ici une liste non exhaustive des principales actions à mettre en œuvre :

  • Suivi bimestriel de la concentration en Legionella pneumophila par un laboratoire accrédité COFRAC selon la norme NF T90-431. Le seuil limite se situe à 1000 UFC/l.
  • Mise en place d’une AMR (Analyse Méthodique des Risques) qui devra être reconduite tous les deux ans sur l’installation. L’AMR a pour but d’identifier tous les facteurs de risques de prolifération ou de dissémination des légionelles.
  • Formation de l’ensemble du personnel intervenant à la gestion des risques « Legionella ».
  • Mise en place d’une stratégie de traitement chimique ou physique pour lutter contre l’entartrage, la corrosion, le développement bactérien et de biofilm.
  • Formalisation d’un plan d’entretien de maintenance et de surveillance de l’installation. Ils intègrent toutes les mesures préventives visant à minimiser les risques.
  • Formalisation de l’ensemble des procédures de réaction face à un résultat positif en légionelles ou en cas de flore interférente.
  • Mise en place d’un carnet sanitaire qui rassemble les procédures et toutes les données de traçabilité liées à la gestion de l’installation.
  • Mise en place d’un indicateur microbiologique pour anticiper une dérive de l’installation tel que l’ATP-métrie.

L’entrée dans la rubrique 2921 des installations de récupération de chaleur par dispersion d’eau dans les fumées n’est pas anodine. Elle engendre des coûts de main d’œuvre, d’exploitation, d’analyses et de produits de traitement importants pour l’exploitant.

Célia Martinez
In Actualités, Contrôle microbiologique

Qui sont les coliphages, nouveau paramètre de la Directive Eau Potable ?

Les coliphages sont des virus capables d’infecter les bactéries coliformes comme Escherichia coli, ou plus rarement Shigella spp ou Klebsiella spp. E. coli est la bactérie la plus abondante dans l’intestin humain et animal. De ce fait, les coliphages, virus non pathogènes, sont également les plus abondants dans l’intestin.
Par ailleurs, il a été démontré que les coliphages ne se multiplient que très faiblement dans l’environnement car les conditions leurs sont trop défavorables. Ainsi, les coliphages retrouvés dans l’environnement proviennent principalement de contaminations d’origine fécale et peuvent être utilisés comme indicateurs de la qualité microbiologique de l’eau.

Jebri, S., Muniesa, M. and Jofre, J. (2017)

Caractéristiques principales des coliphages

Dans les eaux, on s’intéresse principalement à deux types de coliphages : les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques. Ils se distinguent notamment par le récepteur bactérien auquel ils s’attachent pour l’infection.

Coliphage somatique Bactériophage ARN F-spécifique
Mode d’infection Infection par un récepteur de la paroi bactérienne. Infection par le pilus sexuel de la bactérie.
Taille Très variable (≈ 50-120 nm) 21-30 nm
Génome ADN simple ou double brin ARN simple brin
Familles les plus connues Myoviridae, Podoviridae ou encore Microviridae Leviviridae
Modèle le plus utilisé ϕX174 MS2

Le terme « coliphages totaux », que l’on peut retrouver dans certaines réglementations, regroupe les coliphages somatiques et les bactériophages ARN F-spécifiques.

Quel est le meilleur indicateur de contamination fécale/d’efficacité des traitements ?

Les coliphages somatiques sont-ils un meilleur indicateur de contamination fécale que les bactériophages ARN F-spécifiques ? Ceci est sujet à débat. Les études scientifiques semblent montrer que les coliphages somatiques sont généralement plus abondants dans les eaux que les bactériophages ARN F-spécifiques. Cependant, cela semble être l’inverse dans les eaux souterraines ou les eaux recyclées traitées aux UV. Par ailleurs, d’un point de vue purement méthodologique, la détection des coliphages somatiques est plus simple.

Ce qui est sûr, c’est qu’en comparaison avec les indicateurs bactériens, les coliphages sont moins sensibles aux procédés de désinfection et survivent plus longtemps dans l’environnement. Par ailleurs, les virus migrent plus rapidement et plus loin dans les sols que les bactéries. Ainsi, l’eau peut être contaminée par des virus entériques humains même en l’absence d’indicateurs bactériens traditionnels (bactéries coliformes/E. coli). Le rapport de l’ANSES (n° 2018-SA-0027), publié en 2018, souligne que les bactériophages sont de très bons indicateurs d’efficacité du traitement appliqué à l’encontre de virus.

Que demande la réglementation ?

Depuis quelques années, la réglementation introduit le suivi des coliphages pour contrôler la qualité d’eau aussi bien dans certains états des Etats-Unis ou d’Australie qu’en Europe. Ces nouveaux critères microbiologiques concernent l’eau destinée à la consommation humaine ainsi que les eaux usées traitées. Les réglementations existantes recommandent d’analyser soit la quantité de coliphages somatiques, soit de bactériophages ARN F-spécifiques, soit les deux.

En Europe, le dénombrement des coliphages somatiques est introduit dans la nouvelle Directive Européenne 2020/2184 « Eau potable » au niveau de la ressource. Si le résultat est supérieur à 50 PFU dans 100 ml, l’eau en sortie de filière de traitement doit être contrôle pour démontrer l’efficacité de traitement.

De plus, cette nouvelle directive introduit la mise en place des PGSSE. Ces plans de gestion demandent aux exploitants de mettre en place une stratégie générale de prévention des risques. Ainsi, il est pour eux indispensable de mettre en place de nouveaux indicateurs, comme les coliphages somatiques. Cette révision a été publiée le 23 décembre 2020.

On retrouve également le dénombrement des coliphages en Europe dans la réglementation européenne concernant la réutilisation des eaux usées traitées parue en juin 2020. Cette fois-ci, il est recommandé d’analyser les coliphages totaux en entrée et sortie de STEP. Un abattement de 6 LOG est par exemple demandé suivant la qualité d’eau destinée à l’irrigation agricole.

Comment les détecter  ?

Afin de répondre à ces nouvelles exigences réglementaires, les laboratoires doivent mettre en place les méthodes d’analyses adaptées. D’après le rapport de l’ANSES, en 2018 en France, seul un laboratoire était accrédité pour l’analyse des phages, et uniquement pour les bactériophages ARN F-spécifiques.

Les normes EN ISO 10705-1 et 10705-2 décrivent la détection par comptage des plages de lyse sur gélose en double couche pour les bactériophages ARN F-spécifiques et les coliphages somatiques respectivement.

Cependant, elles proposent uniquement de déposer 5 ml d’eau sur 20 géloses afin d’analyser les 100 ml d’échantillon. Cette méthode est longue, fastidieuse, couteuse en matériel et donc non adaptée à une analyse en routine.

Toutefois, la partie -3 de cette même norme conseille plusieurs solutions. D’après les études menées sur le sujet, la concentration sur membrane filtrante semble être la plus simple et la moins couteuse à mettre en place. Elle est particulièrement adaptée pour observer les abattement de 4 à 6 LOG demandés, pour l’analyse des eaux présentant une faible turbidité comme l’EDCH ou dans le cadre de la réutilisation des eaux usées traitées.

C’est pour cela que nous proposons le kit de concentration VIRAPREP® déjà utilisé par plusieurs laboratoires d’analyses.

Célia Martinez
In Projet R&D

Projet READYNOV DIAG’Eau

Conception de Dispositifs Autonomes de Gestion microbiologique et chimique de l’Eau

Les méthodes d’analyses microbiologiques actuelles ne permettent pas d’anticiper les risques sanitaires. En effet, les délais d’obtention des résultats empêchent toute réactivité.  Dans ce contexte, GL Biocontrol en partenariat avec l’équipe Chrome de l’Unîmes a obtenu le projet de recherche DIAG’eau. Ce projet, subventionné par la Région Occitanie dans le cadre de l’appel à projets READYNOV, a pour but de développer des outils de terrain pour la détection des risques biologiques, virologiques et chimiques.

CONTEXTE

La Directive Européenne 98/83/EC évolue pour rendre obligatoire les PGSSE (Plans de Gestion de la Sécurité Sanitaire des Eaux). C’est une approche globale visant à garantir en permanence la sécurité sanitaire de l’approvisionnement en eau destinée à la consommation humaine. Elle couvre toutes les étapes, du captage jusqu’au robinet du consommateur.

L’esprit du PGSSE est d’identifier les dangers liés à l’exploitation des systèmes de production et de distribution d’eau afin de prévenir les risques sanitaires avec le développement d’un savoir-faire mettant en avant l’anticipation, la proactivité et l’amélioration continue. Un point important de cette nouvelle approche est la réactivité des équipes face aux problèmes (en savoir plus).

Tous les jours, de nombreuses interventions sont effectuées sur les réseaux d’eau, soit pour de la maintenance soit suite à un incident. La réalité du terrain impose bien souvent la remise en service immédiate des ouvrages sans attendre les analyses réglementaires car le délai de rendu est trop long. Pour la surveillance microbiologique par exemple, les méthodes culturales s’avèrent peu adaptées car le délai d’obtention des résultats est de 18h à 7 jours, sans compter le délai d’acheminement des prélèvements.

« Avec des résultats obtenus 18h à 72h après l’intervention, aucune réactivité n’est possible »

Ce manque de réactivité entraine des risques sanitaires importants et des retours de chantier. Pourtant, ces problèmes auraient pu être évités avec une action corrective immédiate. Ainsi, il apparait nécessaire de disposer d’outils de terrain donnant des résultats rapides concourant à l’évaluation et à la maîtrise des risques.

Les délégataires de services (SUEZ, Veolia, Saur…) comme les Régies des eaux l’ont bien perçu et cherchent des méthodes rapides pour détecter les contaminations biologiques et chimiques.

LE PROJET DIAG’eau

L’objectif du projet DIAG’eau est de développer ces outils de terrain manquants. Ils permettront la détection immédiate des risques bactériologique, virologique et chimique. Avec ces outils de première alerte, les Personnes Responsables de la Production et de la Distribution d’Eau pourront entre autres :

  • Vérifier les pratiques et les réalités d’intervention des personnels d’opération
  • Apprécier l’efficacité des bonnes pratiques métiers : purge, lavage de réservoirs, pose de canalisations neuves, travaux…
  • Améliorer la réactivité des personnels d’interventions en cas de crise,
  • Lever le doute sur une pollution potentielle, une intrusion réservoir…
  • Lever une non-conformité réglementaire,
  • Enrichir le panel d’outils et conforter les organisations.

Collaboration avec l’UNîmes

2011

Début de la collaboration avec un projet commun sur les virus

2014-2016

Projet RAPID SACAD’eau (soutien DGA) :
- Dépôt de 2 brevets communs
- Création du produit DNA Pure-Flash

2016-2019

Signature d'un contrat cadre :
- Développement de membranes pour la concentration des virus (PIA3)
- Projet DUOTOX Bioluminescence (soutien ANSES 2019)

2020-2023

Projet DIAG’eau (Soutien Région via un dispositif READYNOV)
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